Informacja

2.3: Przykłady charakterystyki wzrostu bakterii w bulionach, skosach i płytkach — biologia

2.3: Przykłady charakterystyki wzrostu bakterii w bulionach, skosach i płytkach — biologia


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Nawet na podłożach ogólnego przeznaczenia bakterie mogą wykazywać charakterystyczne wzory wzrostu. Do ostatecznej identyfikacji należy zastosować procedury barwienia i testy metaboliczne.

Charakterystyka wzrostu w bulionach

Charakterystyka wzrostu na skosach

Charakterystyka wzrostu na talerzach


BIO 2410: Mikrobiologia

Często w trakcie semestru trzeba będzie opisać wzrost bakterii (lub grzybów) obserwowany na skosach lub płytkach Petriego. Przydatne będzie poznanie terminologii używanej do opisu pospolitych typów kolonii. Poniższy zarys będzie pomocny w ustnym komunikowaniu wyglądu obserwowanego wzrostu kolonii.

1. Formularz &ndash Forma nawiązuje do kształtu kolonii. Te formy reprezentują najczęstsze kształty kolonii, z którymi możesz się spotkać.

1a. Rozmiar &ndash Wielkość kolonii może być użyteczną cechą do identyfikacji. Średnicę reprezentatywnej kolonii można mierzyć w milimetrach. Małe kolonie są określane jako punktowy.

1b. Powierzchnia &ndash Jak wygląda powierzchnia kolonii? Kolonie bakteryjne są często błyszczące i gładkie. Inne opisy powierzchni mogą być następujące: żyłkowane, szorstkie, matowe, pomarszczone (lub pomarszczone), błyszczące.

1c. Kolor &ndash Ważne jest opisanie koloru lub pigmentu kolonii. Uwzględnij również terminy opisowe dotyczące wszelkich innych istotnych cech optycznych, takich jak: nieprzejrzyste, mętne, półprzezroczyste, opalizujące.

2. Elewacja &ndash To opisuje „widok z boku” kolonii. Są to najczęstsze.

3. Marża &ndash Margines lub krawędź kolonii (lub jakikolwiek wzrost) może być ważną cechą w identyfikacji organizmu. Kilka przykładów pokazano poniżej.


Klasyfikacja pożywek bakteryjnych na podstawie konsystencji

Pożywka stała

Pożywka stała zawiera agar w stężeniu 1,5-2,0% lub inny, przeważnie obojętny środek zestalający. Pożywka stała ma strukturę fizyczną i umożliwia bakteriom wzrost w sposób informatyczny lub użyteczny fizycznie (np. w postaci kolonii lub smug). Pożywka stała jest przydatna do izolowanie bakterii lub do określenia charakterystyki kolonii izolatu.

Średnie półstałehmm

Pożywkę półstałą przygotowuje się z agaru w stężeniu 0,5% lub mniejszym. Podłoże półstałe ma miękką konsystencję przypominającą budyń i jest przydatne do uprawy bakterie mikroaerofilne lub dla określenie ruchliwości bakterii.

Medium płynne (Bulion)

Podłoża te zawierają określone ilości składników odżywczych, ale nie zawierają śladów środków żelujących, takich jak żelatyna czy agar. Pożywka bulionowa służy do różnych celów, takich jak namnażanie dużej liczby organizmów, badania fermentacji i różne inne testy. np. testy fermentacji cukru, Bulion MR-VP.


Kultura mikroorganizmów: 5 kroków

Poniższe punkty podkreślają pięć głównych etapów hodowli mikroorganizmów. Etapy to: 1. Przygotowanie pożywek 2. Regulacja pH pożywek 3. Przygotowanie wkłuć i skosów 4. Wylewanie płytek 5. Inokulacja bakterii na skosy składników odżywczych i płytki agarowe.

Krok nr 1. Przygotowanie mediów:

Podczas przygotowywania pożywki hodowlanej dla dowolnego drobnoustroju głównym celem jest zapewnienie zrównoważonej mieszanki wymaganych składników odżywczych w stężeniach, które pozwolą na dobry wzrost. Żaden składnik nie powinien być podawany w nadmiarze, ponieważ wiele składników odżywczych staje się hamujących wzrost lub toksycznych wraz ze wzrostem stężenia.

Pożywka składająca się wyłącznie z chemicznie zdefiniowanych składników odżywczych jest określana jako pożywka syntetyczna. Taki, który zawiera składniki o nieznanym składzie chemicznym, określany jest jako medium złożone. Do różnych celów laboratoryjnych stosuje się pożywki ‘stałe’ lub ‘ciekłe’.

A. Podłoża płynne lub bulionowe:

Bulion odżywczy jest podstawą większości podłoży wykorzystywanych w badaniach różnych typów drobnoustrojów. Jest jednym z najważniejszych mediów płynnych wykorzystywanych do celów bakteriologicznych.

(i) Kolba – Pojemność 1000 ml.

(ii) Cylinder miarowy – 500 ml.

(iii) Ekstrakt wołowy, baktopepton, woda destylowana.

(iv) Pudełko na wagę i wagę.

(v) papierek wskaźnikowy, blok porównawczy, roztwór 0,1 (N) NaOH i 0,1 (N) HCl.

Aby zrobić 300 ml bulionu odżywczego: –

0,9g. ekstraktu wołowego i 1,5 g bactopeptonu odważa się oddzielnie i pobiera w kolbie stożkowej. Następnie 300 ml destylatu. dodaje się wodę i dokładnie miesza składniki. pH reguluje się i obniża, dodając trochę zasady (roztwór NaOH). Kolbę następnie zatyka się wacikiem i autoklawuje przy wadze 15 funtów. ciśnienie przez 15 minut.

2. Bulion ziemniaczano-dekstrozowy:

Jest to rodzaj półsyntetycznego medi­um. Jest to bardzo często stosowane na pożywkę dla grzybów, które lepiej rosną w bulionie ziemniaczano-dekstrozowym niż w bulionie odżywczym.

Świeżo obrany ziemniak – 400 gms. (40%)

(ii) Cylinder miarowy – 250 ml.

(iii) Ziemniak, dekstroza i woda destylowana.

(iv) Inne wymagania są takie jak w poprzednim przygotowaniu bulionu.

Aby zrobić 200 ml bulionu:

Odważa się 80 g świeżo obranych ziemniaków i 5 g dekstrozy i umieszcza w kolbie stożkowej. 200 ml destylatu. do kolby wlewa się wodę, a składniki dokładnie miesza się szklaną pałeczką. (Właściwie obrany ziemniak gotuje się w kolbie przy użyciu 100 ml wody przez 10 minut, a ekstrakt pobiera się przez dekantację). Kolbę zatkano i autoklawowano przy wadze 15 funtów. ciśnienie przez 15 min.

B. Podłoże stałe lub agarowe:

Agar odżywczy jest ważnym podłożem do celów bakteriologicznych. Jest to po prostu bulion odżywczy zestalony przez dodanie agaru. Ze względu na swoją stałą konsystencję pożywka ta służy jako dobre urządzenie do hodowli bakterii na stałym podłożu.

Pepton bakteriologiczny – 5 gramów. (0,5%)

ii) Cylinder miarowy – 500 ml.

iii) Ekstrakt wołowy, baktopepton, agar i woda destylowana.

iv) Pudełko na wagę i wagę.

v) papierek wskaźnikowy, blok porównawczy 0,1(N) HCl i 0,1 (N) roztwór NaOH.

Aby zrobić 500 ml agaru odżywczego:

7,5g. sproszkowanego agaru waży się i pobiera do kolby zawierającej 250 ml wody destylowanej. Zawartość jest następnie podgrzewana w łaźni wodnej, aby umożliwić rozpuszczenie agaru. W innej kolbie 1,4 g ekstraktu wołowego i 2,5 g peptonu rozpuszcza się w 250 ml wody destylowanej. pH jest następnie dostosowywane i sprawdzane papierkiem do pomiaru pH.

Dwa roztwory wlewa się następnie do kolby o pojemności 500 ml, dokładnie miesza, a następnie delikatnie ogrzewa. Następnie pożywkę dozuje się do probówek hodowlanych i kolb stożkowych (jako pożywkę podstawową autoklawuje się pod ciśnieniem 15 funtów przez 15 minut po zatkaniu probówek i kolby).

2. Agar ziemniaczano-dekstrozowy (P.D.A.):

Do hodowli grzybów bardzo często stosuje się podłoże z agarem ziemniaczano-dekstrozowym. Jest to po prostu bulion ziemniaczano-dekstrozowy zestalony przez dodanie agaru.

Świeżo obrany ziemniak – 400 gms. (40%)

(ii) Cylinder miarowy – 500 ml.

(iii) Ekstrakt wołowy, baktopepton, agar i woda destylowana.

(iv) Pudełko na wagę i wagę.

(v) papierek do pomiaru pH, blok porównawczy 0,1(N) HCl i 0,1 (N) roztwór NaOH.

Aby zrobić 300 ml P.D.A.: –

Do kolby zawierającej 150 ml wody destylowanej pobiera się 4,5 g agaru. Zawartość podgrzewa się w łaźni wodnej w celu rozpuszczenia agaru. 120 g świeżo obranych ziemniaków umieszcza się w kolbie i dodaje do niej 150 ml wody. Gotuje się przez 10 minut. Następnie ten ekstrakt ziemniaczany jest pobierany i jego objętość uzupełniana jest do 150 ml przez dodanie wody. Do tego ekstraktu dodaje się 7,5 g dekstrozy i dokładnie miesza.

Teraz powyższe dwa roztwory wlewa się do kolby o pojemności 500 ml i dokładnie miesza. Ta pożywka jest dozowana do probówek i kolb hodowlanych. Probówki i kolby są zatykane (rys. 2.1.) i autoklawowane.

(i) Agar musi być odpowiednio upłynniony przed zmieszaniem z bulionem.

(ii) Agar nie może być zbyt mocno podgrzewany, w przeciwnym razie utraci zdolność do krzepnięcia.

(iii) Dozowanie powinno być wykonane szybko, w przeciwnym razie agar ulegnie zestaleniu.

Szczegółowy wykaz składu różnych mediów znajduje się w załączniku.

Krok # 2. Regulacja pH mediów:

Zasada:

Stężenie jonów wodorowych w pożywkach hodowlanych ma pierwszorzędne znaczenie dla udanej hodowli bakterii. Niektóre gatunki najlepiej rosną w środowisku kwaśnym, inne w zasadowym, jeszcze inne preferują podłoża obojętne w odczynie. Stężenie H+ tj.

Tak więc, dla wzrostu danego makroorganizmu, podłoże powinno mieć określone pH. Do regulacji pH stosuje się kwas i zasady.

Wymagania:

(ii) papierek do pomiaru pH i wzorzec koloru

(iv) 0,1(N) NaOH i 0,1(N) HC1, roztw.

Procedura:

Najprostsza metoda oznaczania pH roztworu. jest użycie dostępnego w handlu papieru pH, który jest impregnowany wskaźnikiem. Ten ostatni daje zmianę koloru w zakresie pH od 6,4 do 8,2. Pasek papieru pH tnie się na małe kawałki, a każdy kawałek umieszcza się w zagłębieniu bloku porównawczego.

Za pomocą szklanego pręcika wyciąga się kroplę pożywki i nakłada na papierek do pomiaru pH. Otrzymany kolor jest porównywany z dostarczonym standardem kolorów.

Wartość pH pożywki, jeśli okaże się, że jest kwaśna, doprowadza się do wymaganego pH, dodając kroplami 0,1 (N) NaOH i testując papierkiem wskaźnikowym po dokładnym wymieszaniu szklanym pręcikiem. Odwrotnie, do uzyskania kwaśnego pH pożywki stosuje się 0,1 (N) HCl.

Środki ostrożności:

(i) Podczas zobojętniania bulionu należy dodawać kroplami kwas lub zasadę.

(ii) Po dodaniu kwasu lub zasady medium należy wymieszać, aby zapewnić właściwe wymieszanie dodanego kwasu lub zasady.

(iii) Na każdym etapie należy odnotować reakcję barwną.

Krok # 3. Przygotowanie dźgnięć i skosów:

Procedura:

W celu przygotowania kłuć pożywkę wlewa się do 1/2 probówki hodowlanej (około 20 ml), którą następnie starannie zatyka i sterylizuje w autoklawie. Po sterylizacji probówkę hodowlaną trzyma się prosto w statywie na probówki, aż do zestalenia pożywki. Następnie są gromadzone w koszu z siatki drucianej i konserwowane.

W celu przygotowania “ skosy” pożywkę pobiera się do 1/4 probówki hodowlanej (około 7 ml) za pomocą cylindra miarowego i lejka. Następnie probówki hodowlane są zatykane i autoklawowane. Po sterylizacji, przed zestaleniem się pożywki, probówki są pochylone na ławce, opierając je o kawałek drewnianego patyczka o grubości 1/2″ w taki sposób, aby pożywka nie dotykała zatyczki.

Probówki hodowlane są utrzymywane w tej pozycji aż do zestalenia pożywki. Po zestaleniu pożywki, "skosy" są zbierane w drucianym koszyku i zabezpieczane etykietą wskazującą datę przygotowania i rodzaj pożywki (ryc. 2.2).

Środki ostrożności:

(i) Probówki hodowlane powinny być zatkane nienasiąkliwą bawełną.

(ii) Należy zauważyć, że podczas dozowania pożywka nie przykleja się do boków probówek hodowlanych.

(iii) Podczas pochylania należy uważać, aby medium nie dotykało wtyczki.

(iv) Kłucie lub pochylanie powinno być wykonane tuż przed zestaleniem, tj. w około 47°C, w przeciwnym razie woda będzie wewnątrz skosu.

(v) Ukłucia i skosy nie powinny być poruszane przed zestaleniem się podłoża.

Krok # 4. Wylewanie talerzy:

Zasada:

Hodowla płytkowa składa się z organizmu rosnącego na stałym podłożu zawartym w petridish. “Wylewanie płytek” odnosi się do procesu wlewania roztopionego agaru odżywczego do szalek Petriego. Dzięki temu procesowi powstaje większa powierzchnia dla rozwoju drobnoustrojów we wszystkich kierunkach.

Wymagania:

(i) Agar odżywczy “stab” lub podłoże w kolbie.

(ii) Sterylizowane szalki Petriego.

(iv) Bawełna chłonna, spirytus rektyfikowany, ołówek do znakowania szkła itp.

Procedura:

Pożywkę stałą zawartą w probówkach lub kolbach do hodowli topi się w łaźni wodnej. Gdy agar całkowicie się rozpuści, pożywkę pozostawia się do ostygnięcia do około 45°C. Stół roboczy jest czyszczony i sterylizowany watą nasączoną spirytusem rektyfikowanym. Ręce są również sterylizowane spirytusem rektyfikowanym.

Bawełniany korek stopionej probówki lub kolby otwiera się w pobliżu płomienia, a ujście probówki/kolby jest podpalane w pozycji półpoziomej. Lewą ręką wieczko petrydysza unosi się na tyle daleko, aby ujście probówki lub kolby mogło wejść bez dotykania boków.

Około 15 ml pożywki wlewa się szybko i ostrożnie do petridisha, probówkę/kolbę wyjmuje się i przykrywkę lub pokrywkę ponownie. Petrydysz jest lekko przechylany ruchem nadgarstka, aby umożliwić równomierne rozprowadzenie pożywki (ryc. 2.3). Gdy pożywka zestala się, płytki są inkubowane w temperaturze 30°C w pozycji odwróconej, tj. do góry nogami, aby kropla wilgoci nie spadła na pożywkę.

Środki ostrożności:

(i) Wszystkie prace powinny być wykonywane aseptycznie.

(ii) Po zestaleniu płytki powinny być odwrócone.

(iii) Podczas nalewania należy zauważyć, że ujście probówki/kolby nie dotyka żadnej części petrydysza.

Krok # 5. Inokulacja bakterii na skosach składników odżywczych i płytkach agarowych:

Wymagane materiały:

(i) Skosy składników odżywczych i płytki z agarem odżywczym.

(iv) Nachylenie hodowli bakteryjnej:

Metoda:

Najpierw igła do zaszczepiania (rys. 2.4) jest sterylizowana przez mocne ogrzewanie w płomieniu i schładzana poprzez trzymanie jej poza płomieniem. Po dalszym schłodzeniu igły poprzez dotknięcie jej na pożywce ‘extra’ (gdzie nie ma wzrostu) w dostarczonych skosach, bardzo mała ilość inokulum jest pobierana za pomocą igły, a następnie zaszczepiana w uprzednio przygotowane skosy w zygzakowaty sposób.

Każdą kulturę bakteryjną zaszczepia się w dwóch egzemplarzach. Igła jest następnie podpalana, aby zapewnić zabicie bakterii w igle. (Rys. 2.5).

W przypadku płytek do rozmazywania, inokulum wyjmuje się w ten sam sposób, jak wspomniano i dotyka stałego podłoża na płytce. Igła jest podpalana w celu zabicia nadmiaru bakterii i schładzana. Inokulum rozprowadza się za pomocą igły (ryc. 2.6). Igła jest ponownie spalana w tym samym celu i chłodzona.

Linie ciągłe i zygzakowate są smużone, aby stopniowo zmniejszać liczbę komórek wzdłuż linii i po inkubacji uzyskać izolowane pojedyncze kolonie. Cała operacja zaszczepiania odbywa się aseptycznie przed silnym płomieniem. Zaszczepione skosy i płytki (w pozycji odwróconej) inkubuje się przez noc w 37°C.


Czynniki wpływające na wzrost

Gęstość agaru a gęstość składników odżywczych

Agar to polimer składający się z agarozy polisacharydowej i agaropektyny. Jest stosowany w laboratoriach bakteryjnych jako środek żelujący w podłożach do płytek agarowych. Rosnące bakterie na żelu pozwalają naukowcom znacznie łatwiej zbierać pojedyncze kolonie, niż gdyby były hodowane w płynnej pożywce. Wraz ze wzrostem stężenia agaru wzrasta twardość podłoża żelowego, a bakterie wolniej poruszają się po twardym żelu. Wraz ze wzrostem gęstości agaru szerokość gałęzi występujących we wzorach fraktalnych wzrostu bakterii jest cieńsza. Jeśli stężenie agaru jest bardzo wysokie, a roztwór bardzo twardy, bakterie nie mogą się poruszać. Kolonia rośnie w jednym miejscu i rośnie promieniście, gdy nowe bakterie są fizycznie wypychane ze środka. [4]

Bakterie potrzebują składników odżywczych, aby się rozmnażać i poruszać. Wyższe stężenie składników odżywczych umożliwia szybsze rozprzestrzenianie się bakterii. Wzory wzrostu są zwarte przy wysokich gęstościach składników odżywczych i stają się bardziej fraktalami, gdy gęstość składników odżywczych maleje [4].

Wysokie stężenie agaru i wysokie stężenie składników odżywczych skutkują kolonią o zwartych, koncentrycznych pierścieniach i niewielkim lub żadnym rozgałęzieniu [4]. Jeśli stężenie agaru jest wysokie, ale poziom składników odżywczych jest niski, bakterie muszą polegać na składnikach odżywczych dyfundujących do kolonii. Powstały wzór wzrostu jest zgodny z modelem agregacji z ograniczoną dyfuzją i tworzy wzór rozgałęzień.

Pożywka o wysokim poziomie składników odżywczych i umiarkowanym stężeniu agaru spowoduje, że bakterie uformują wzór koncentrycznych pierścieni wychodzących ze środka. Pierścienie te powstają przez naprzemienne fazy migracji, w których kolonia porusza się szybko, oraz fazy konsolidacji, podczas których kolonia nie rośnie. [4]

Agregacja ograniczona dyfuzją

Agregacja ograniczona dyfuzją (DLA) to model wzrostu stosowany do przewidywania wzrostu bakterii. Tworzy złożone, wielorozgałęzione formy i może być stosowane w każdym systemie, w którym dyfuzja jest główną metodą transportu cząstek. DLA można zaobserwować w rozwoju bakterii na płytkach agarowych, w dendrytach, kulkach kurzu, elektroosadzaniu i osadach mineralnych. [9]

Wzór DLA zaczyna się od cząsteczki nasion na początku sieci. Cząsteczka „random walker” dyfunduje z daleka w przypadkowym wzorze ruchu. Zatrzymuje się, gdy dotrze do miejsca sąsiadującego z cząsteczką nasiona i wystrzelony zostaje kolejny losowy piechur. W siatce DLA molekuła wystająca z głównej gałęzi zostanie podkreślona przez nowy wzrost, nie będzie zaokrąglana ani wygładzana. Węzły z większym prawdopodobieństwem wychwytują wędrujące cząstki, ponieważ mają trzy aspekty dostępne do wzrostu, w porównaniu z cząsteczką w gałęzi, która ma tylko jeden dostępny aspekt. [5]

Komunikujący się model chodzika

Model komunikującego się chodzika jest odmianą DLA, która służy do wyjaśniania, w jaki sposób bakterie rozszerzają granicę swojego płynu zwilżającego, aby przenieść się do wcześniej niezamieszkanych obszarów. W tym modelu losowy chodzik to cząstka składająca się z 1000-100 000 komórek bakteryjnych znajdujących się na powierzchni podłoża. Stan metaboliczny spacerowicza jest napędzany przez składniki odżywcze z mediów i jest wykorzystywany do napędzania aktywności bakterii i procesów metabolicznych. Przy wysokim stężeniu składników odżywczych, energia wewnętrzna wzrasta, aż do momentu, gdy chodzik dzieli się, rozprzestrzeniając rozwój bakterii. Jeśli brakuje jedzenia na niezbędne czynności, energia wewnętrzna spacerowicza spada do zera i jest on nieruchomy. Gdy są aktywne, spacerowicze poruszają się w przypadkowy sposób, ale są ograniczeni płynem zwilżającym. Jeśli chodzik spróbuje wykonać ruch, który wyprowadziłby go na zewnątrz płynu zwilżającego, ruch nie jest wykonywany, ale do tego segmentu płynu zwilżającego dodawana jest liczba. Gdy liczba prób na tym segmencie osiągnie określony próg, koperta zostanie wypchnięta do nowego obszaru. Próg, który bakterie muszą spełnić, aby rozmnożyć otoczkę, jest bezpośrednio związany ze stężeniem agaru, ponieważ twardszy agar wymaga większej liczby prób przebicia [2].

Wzorce chiralne w koloniach bakteryjnych można wyjaśnić za pomocą modelu losowego piechura i przypisując każdemu piechurowi orientację reprezentującą orientację komórkową. Po każdym kroku chodzik obraca się do nowej orientacji zgodnie ze swoim zadaniem i wykonuje krok do przodu lub do tyłu [2].

Inne czynniki

Długość komórek i ręczność wici również wpływają na formowanie się wzorów. W szczególności oba przyczyniają się do chiralnych wzorców wzrostu. Chiralność obserwuje się, gdy bakterie tworzą wirujące, przypominające huragan wzory na płytce agarowej. Komórki, które rosną chiralnie są dłuższe niż komórki, które rosną w rozgałęzionych, rozgałęzionych wzorach, chociaż mechanizm nie jest jeszcze poznany [1].

Chiralność odnosi się do symetrii, a chiralne wzory są częściowo wynikiem „ręczności” wici. Jeśli wici bakterii sprzyjają ruchowi w prawo lub w lewo, spowoduje to, że wzór kolonii będzie poruszał się w kierunku zgodnym lub przeciwnym do ruchu wskazówek zegara [1].


Bakterie wewnątrzkomórkowe

  • Te, które można hodować w pożywkach mikrobiologicznych w laboratorium (fakultatywnie) lub
  • Te, które wymagają żywych komórek/zwierząt (obowiązkowe).

Fakultatywne bakterie wewnątrzkomórkowe

  • Legionella pneumophila: Preferuje wewnątrzkomórkowe środowisko makrofagów do wzrostu. Legionella indukuje własne wychwytywanie i blokuje fuzję lizosomów przez nieokreślony mechanizm. niszczy błonę fagosomalną, z którą łączą się lizosomy.
  • Prątek gruźlicy: M.gruźlicaprzeżywa wewnątrzkomórkowo poprzez hamowanie fuzji fagosom-lizosom.
  • Listeria monocyotogenes: Listeria szybko ucieka z fagosomu do cytoplazmy przed fuzja fagosom-lizosom: Bardzo odporny na wewnątrzkomórkowe zabijanie przez komórki fagocytarne.

Obowiązkowe bakterie wewnątrzkomórkowe

Ta grupa bakterii nie może żyć poza komórkami gospodarza. Dla m.in. Komórki chlamydialne nie są w stanie przeprowadzić metabolizmu energetycznego i brakuje im wielu szlaków biosyntezy, dlatego są całkowicie zależne od komórki gospodarza, która dostarcza im ATP i inne związki pośrednie. Z powodu tej zależności Chlamydiae wcześniej uważano za wirus.

Wszystkie wirusy są obowiązkowymi pasożytami wewnątrzkomórkowymi.

Niezbędne bakterie wewnątrzkomórkowe nie mogą być hodowane na sztucznych podłożach (płytki agarowe/buliony) w laboratoriach, ale wymagają żywotnych eukariotycznych komórek gospodarza (np. hodowla komórkowa, jaja z zarodkami, podatne zwierzęta).

    nie może być hodowany in vitro, jest obowiązkowym pasożytem wewnątrzkomórkowym.
  1. Coxiella burnetti: Aktywność metaboliczna Coxiella burnettiiznacznie wzrasta w kwaśnym środowisku fagolizosomu.
  2. Ricekettsia spp

Toxoplasma, Cryptosporidium, Plasmodium, Leishmania, Babesia, oraz Trypanosoma są obowiązkowymi pasożytami wewnątrzkomórkowymi.


Technika aseptyczna

A. Wraz ze spadkiem temperatury zwiększy się stopień zanieczyszczenia różnych obiektów.

B. Inny obiekt będzie miał ten sam poziom zanieczyszczenia.

C. Środowiska mające kontakt ze zwierzętami i ludźmi są prawdopodobnie mniej zanieczyszczone ze względu na praktyki higieniczne.

O. Ten zakres jest zbliżony do temperatury ciała człowieka, temperatury preferowanej przez wiele z tych organizmów

B. Ten zakres denaturuje enzymy, które czynią te organizmy patogennymi.

C. Gama jest energooszczędna.

A. Usta są trzymane w płomieniu, podczas gdy narzędzie do zaszczepiania jest wkładane w celu usunięcia organizmów

B. Czapka jest zdejmowana i umieszczana na stole z dala od płomienia

C. Dno rurki pomaga w płomieniu przez 10 sekund

A. Wprowadzenie znanego organizmu do kultury

B. Wprowadzenie do kultury niechcianego organizmu

A. Przed pobraniem inokulum z probówki hodowlanej

B. Tuż przed wprowadzeniem inokulum do sterylnego podłoża

A. Zdejmij pokrywę i połóż do góry nogami na ławce

B. Otwórz jedną stronę pokrywki po przekątnej z talerza

1. Aby ogrzać dno sterylnej skośnej probówki przed dodaniem próbki

2. Podgrzać pętlę/igłę zaraz po pobraniu próbki z hodowli skośnej

3. Aby zapalić ujście probówki do hodowli skośnej po zdjęciu nasadki i przed założeniem nasadki

4. Aby zapalić ujście sterylnej skośnej rurki po zdjęciu nasadki i przed ponownym założeniem nasadki

5. Podgrzać pętlę/igłę tuż przed pobraniem próbki z hodowli skośnej


RODZAJE MEDIÓW KULTURALNYCH

Podłoża hodowlane (liczba pojedyncza: medium) to pożywka lub preparaty, które wspierają i umożliwiają namnażanie mikroorganizmów w laboratorium do dalszych badań. Są sztuczną pożywką, która wspiera wzrost drobnoustrojów poza ich naturalnym żywicielem lub środowiskiem. Pożywki dostarczają wszystkich niezbędnych składników odżywczych i czynników wzrostu, które sprzyjają rozwojowi zaszczepionego w nie organizmu. Mikroorganizmy są zwykle wprowadzane do pożywki hodowlanej (która może być stała, płynna lub półstała) w procesie znanym jako szczepienie ochronne, a zaszczepione płytki lub pożywkę inkubuje się w optymalnej temperaturze, a następnie obserwuje się pod kątem wzrostu drobnoustrojów znanego jako kultura.

Kultura w mikrobiologii odnosi się do kolonii mikroorganizmów (w szczególności bakterii), które rosną i namnażają się w lub na pożywce hodowlanej. Sztuczne pożywki mikrobiologiczne zapewniają wszystkie niezbędne wymagania środowiskowe i odżywcze organizmu(ów) do hodowli, ponieważ praktycznie wszystkie patogenne mikroorganizmy i niektóre komensale są chemoorganoheterotroficzne pod względem sposobu odżywiania i rzadko wytwarzają własne pożywienie. Pepton, ekstrakt drożdżowy, ekstrakt mięsny, woda i agar to niektóre z głównych składników większości sztucznych pożywek mikrobiologicznych.

Dostępnych jest kilka podłoży hodowlanych do namnażania drobnoustrojów oraz do transportu i przechowywania drobnoustrojów w laboratorium mikrobiologicznym. Na wybór rodzaju pożywki hodowlanej często wpływa wiele czynników, w tym między innymi wymagania żywieniowe drobnoustroju, naturalne środowisko drobnoustroju oraz doświadczenie lub szczególne potrzeby naukowców. Tabela 1 pokazuje niektóre z podstawowych pożywek hodowlanych powszechnie stosowanych w różnych badaniach bakteriologicznych i mikologicznych w laboratorium mikrobiologicznym.

Tabela 1. Ilustracja niektórych pożywek mikrobiologicznych

Pożywki mikrobiologiczne, zwłaszcza te do badań bakteriologicznych i mikologicznych, są podzielone na różne kategorie i należy je wyróżnić w tej sekcji.

  • MEDIA OGÓLNEGO PRZEZNACZENIA:Pożywka ogólnego przeznaczenia lub pożywka podstawowa to rutynowa pożywka hodowlana stosowana do hodowli drobnoustrojów w laboratorium mikrobiologicznym. Pożywki ogólnego przeznaczenia można również nazwać prostymi lub podstawowymi pożywkami hodowlanymi. Są one zasadniczo używane do hodowli bakterii, które nie potrzebują dodatkowych składników odżywczych i nie są z natury wybredne. Podłoża ogólnego przeznaczenia wspierają wzrost szerokiej gamy bakterii i nie zawierają żadnych substancji hamujących wzrost. Powszechnie stosowane podłoża ogólnego przeznaczenia w laboratorium mikrobiologicznym obejmują między innymi agar odżywczy, bulion odżywczy, wodę peptonową, bulion tryptozowo-sojowy, agar tryptozowo-sojowy, bulion Muellera-Hintona i agar Mueller-Hintona. Agar Mueller-Hinton (MH) jest najlepszym podłożem do przeprowadzania testów wrażliwości drobnoustrojów (AST) w laboratorium mikrobiologicznym (Rysunek 1).
Rysunek 1. Ilustracja płytek agarowych Mueller-Hinton zaszczepionych bakteriami testowymi i pojedynczych krążków z antybiotykiem przed inkubacją w celu oznaczenia wrażliwości na antybiotyki (AST). Zdjęcie dzięki uprzejmości: https://www.microbiologyclass.com
  • WZBOGACENIE I WZBOGACONE MEDIA:Pożywki wzbogacające to zazwyczaj pożywki płynne lub bulion, które wspomagają wzrost określonej bakterii, jednocześnie hamując wzrost niepożądanych bakterii. Typowym przykładem pożywki wzbogacającej jest pożywka bulionowa Selenite F, która jest używana do hodowli próbek kałowych. Bulion z selenitem F hamuje wzrost komensali lub nieistotnych klinicznie bakterii w próbkach kałowych przed ich przesiewem na płytki z pożywkami stałymi. Alkaliczna woda peptonowa jest kolejnym przykładem pożywki wzbogacającej, a pożywki wzbogacające są zwykle używane do odzyskiwania patogenów z próbek kału. Wzbogacone media to podłoża hodowlane, które zawierają również dodatkowe składniki odżywcze (np. krew, surowicę i żółtko jaja), takie jak podłoża wzbogacające do hodowli i izolacji wymagających bakterii, ale w przeciwieństwie do podłoży wzbogaconych, podłoża wzbogacone są głównie stałymi podłożami hodowlanymi i są zazwyczaj używane do hodowli wymagających bakterii np Paciorkowiec gatunki i Haemophilus gatunek. Przykładami wzbogaconych podłoży hodowlanych są agar z krwią i agar czekoladowy.
  • MEDIA SELEKTYWNE:Podłoża selektywne to podłoża hodowlane, które promują wzrost pewnego rodzaju bakterii, jednocześnie hamując wzrost niepożądanych organizmów. Takie podłoża hodowlane zawierają substancje hamujące, takie jak barwniki, sole i antybiotyki, które zapobiegają wzrostowi niepożądanych drobnoustrojów poprzez ich tłumienie tak, że będą rosły tylko pożądane drobnoustroje. Podłoża selektywne stosowane w laboratorium mikrobiologicznym do hodowli drobnoustrojów obejmują agar z solą mannitolu (zawierający NaCl hamujący działanie niektórych bakterii), agar MacConkeya (zawierający sole żółciowe i fiolet krystaliczny hamujący wzrost bakterii Gram-dodatnich), agar Sabourauda z dekstrozą (zawierają antybiotyki, które hamują rozwój bakterii) i podłoża Tellurite (zawierają telluryn potasu, który hamuje wiele bakterii, z wyjątkiem Corynebacterium błonica). Innym przykładem pożywki selektywnej stosowanej do badań bakteriologicznych jest pożywka Lowenstein-Jensen (zawierająca żółtko jaja) stosowana do izolacji Prątek gruźlicy z mieszanych kultur lub okazów. Agar Sabourauda z dekstrozą (SDA) i Salmonella-Shigella (SSA) to selektywne podłoża stosowane do hodowli i izolacji grzybów oraz patogenów jelitowych (np. Shigella oraz Salmonella). SDA jest selektywny, ponieważ zawiera cykloheksymid i chloramfenikol, które hamują odpowiednio wzrost saprofitycznych grzybów i bakterii, jednocześnie umożliwiając wzrost tylko interesującym grzybom.
  • MEDIA RÓŻNICOWE:Pożywki różnicujące to pożywki wzrostowe, które umożliwiają pewnym bakteriom tworzenie odrębnych kolonii na pożywce hodowlanej. Organizmy rosnące na podłożach różnicowych wytwarzają charakterystyczne kolonie, które odróżniają je od innych grup drobnoustrojów. Są również znane jako media wskaźnikowe ponieważ zawierają pewne wskaźniki (np. czerwień obojętną, chemikalia i barwniki), których kolor zmienia się, zwłaszcza gdy określony organizm (tj. organizm będący przedmiotem zainteresowania) jest obecny w hodowanym okazie. W przeciwieństwie do pożywek selektywnych, które tylko sprzyjają wzrostowi poszczególnych drobnoustrojów, pożywki różnicujące różnicują różne grupy bakterii, a niektóre podłoża hodowlane mogą służyć zarówno jako podłoża selektywne, jak i różnicujące. Pożywki różnicowe lub pożywki wskaźnikowe są również używane do wstępnej identyfikacji niektórych bakterii. Na przykład agar MacConkeya (MAC) jest podłożem różnicującym, które pomaga mikrobiologom w różnicowaniu bakterie fermentujące laktozę (np. Escherichia coli), który fermentuje laktozę w celu wytworzenia różowych kolonii na MAC z bakterie nie fermentujące laktozy (np. Salmonella), która nie fermentuje laktozy i dlatego wygląda jak blade lub bezbarwne kolonie na pożywce wzrostowej. Przykładami pożywek różnicujących są między innymi pożywki z niedoborem elektrolitów laktozy cysteinowej (CLED), agar z solą mannitolu (MSA), agar MacConkeya i agar z krwią.
  • MEDIA TRANSPORTOWE:Podłoża transportowe służą do transportu próbek lub mikroorganizmów z jednego miejsca do drugiego. Stosowane są głównie w przypadkach, gdy zebrane próbki nie będą hodowane bezpośrednio po pobraniu. Media transportowe zapewniają wszystkie składniki odżywcze i środowiskowe niezbędne do zachowania próbek i/lub organizmów w drodze do laboratorium, w którym odbędzie się formalne badanie. Najważniejszy jest fakt, że media transportowe zapobiegają przerostowi komensali lub zanieczyszczeń w pobranych próbkach Przykłady mediów transportowych to pożywka Amies i Cary-Blair.
  • NOŚNIKI:Podłoża do przechowywania, które mogą zawierać podłoża podstawowe lub ogólnego przeznaczenia, takie jak agar odżywczy w skosach lub probówkach, są używane do przechowywania i przechowywania kultur drobnoustrojów przez długi czas, dopóki nie będą potrzebne do formalnych lub dalszych badań laboratoryjnych. Typowymi przykładami pożywek do przechowywania kultur bakteryjnych w laboratorium mikrobiologicznym są bulion z gotowanego mięsa kredowego i pożywka z solą fizjologiczną jaj. Istnieje kilka powodów przechowywania lub zabezpieczania mikroorganizmów i utrzymywania ich przez wiele dni, tygodni, miesięcy lub lat w laboratorium w kontrolowanych warunkach przed ponownym ożywieniem ich do futurystycznego wykorzystania. Mikroorganizmy, w tym bakterie, grzyby, pierwotniaki i wirusy, mogą być przechowywane na różne sposoby i na różnych rodzajach pożywek w celu badania ich w przyszłości lub wykorzystania do badań. Drobnoustroje są przechowywane do celów epidemiologicznych, mikrobiologicznych, edukacyjnych i klinicznych, w szczególności do diagnozowania chorób zakaźnych. Mikroorganizmy mogą być również konserwowane do celów komercyjnych – w których unikalne szczepy drobnoustrojów są utrzymywane w stanie uśpienia, ale żywotne, w celu sprzedaży do celów badawczych i innych zastosowań przemysłowych, które mają na celu usprawnienie prac badawczych w dziedzinie mikrobiologii. Istnieje kilka organizacji specjalizujących się w przechowywaniu drobnoustrojów do celów komercyjnych i firmy te służą jako źródła pozyskiwania ważnych szczepów drobnoustrojów, które kierują badaniami mikrobiologicznymi w przemyśle, szpitalach i instytucjach edukacyjnych. ten Kolekcja kultur typu amerykańskiego (ATCC) i Narodowa Kolekcja Kultury Typu (NCTC) są typowymi przykładami takich firm, które utrzymują drobnoustroje w stanie uśpionym, ale rentownym w celach komercyjnych i innych celach badawczych. Jedną z najprostszych metod utrzymania żywotności drobnoustrojów, zwłaszcza bakterii w laboratorium mikrobiologicznym, jest a okresowe przesiewanie bakterii na świeżo przygotowaną pożywkę najlepiej na skosach z agarem odżywczym w butelkach McCartney lub Bijou. W tej prymitywnej technice konserwacji drobnoustrojów w laboratorium mikrobiologicznym bakterie, które mają być konserwowane, są przeszczepiane z płytki z pożywką na skos butelki z agarem odżywczym, a organizm jest przeszczepiany na świeżo przygotowane skosy z agarem odżywczym co tydzień lub co miesiąc – podczas gdy zapewnienie, że inne warunki środowiskowe, takie jak temperatura i ciśnienie, są utrzymywane na optymalnym poziomie dla wzrostu organizmu, który jest zachowany. Jednak ta metoda, choć tania i mniej kłopotliwa, może dać miejsce na występowanie mutacji w przeszczepianym organizmie w odstępach czasu. Aby przeciwdziałać temu problemowi, na otwartym rynku dostępnych jest kilka komercyjnych podłoży hodowlanych do konserwacji lub konserwujących drobnoustroje, które umożliwiają mikrobiologom przechowywanie ich kultur przez określony czas. Te procesy, jak opisano powyżej, chronią drobnoustroje tylko do celów krótkoterminowych. W celu długoterminowej ochrony drobnoustrojów proces liofilizacja (liofilizacja) jest wysoce zalecany do wieloletniej ochrony drobnoustrojów i innych ważnych materiałów laboratoryjnych. Koncepcja liofilizacji lub liofilizacji służy do długoterminowego przechowywania drobnoustrojów i usuwa substancje lotne, takie jak woda, z przechowywanego materiału, a zakonserwowany materiał jest utrzymywany pod wysoką próżnią w cieczach liofilizujących, takich jak ciekły azot. Hodowle bakteryjne są utrzymywane w bardzo niskiej temperaturze iw stanie suchym przy użyciu techniki liofilizacji. Kiedy kultura jest potrzebna do jakiegokolwiek celu mikrobiologicznego po liofilizacji, po prostu odtwarza się ją bulionem odżywczym lub wodą destylowaną – które przywracają uśpiony, ale żywotny organizm, aby ponownie zacząć rosnąć.

Dalsza lektura

Brooks GF, Butel JS i Morse SA (2004). Mikrobiologia medyczna, wydanie 23. Wydawnictwo McGraw Hill. USA.

Goldman E i Green L.H (2008). Praktyczny podręcznik mikrobiologii, wydanie drugie. CRC Press, Taylor and Francis Group, USA.

Madigan MT, Martinko JM, Dunlap PV i Clark DP (2009). Brock Biology of Microorganisms, wydanie XII. Pearson Benjamin Cummings Inc, USA.

Mahon CR, Lehman DC i Manuselis G (2011). Podręcznik Mikrobiologii Diagnostycznej. Czwarta edycja. Wydawnictwo Saundersa, USA.

Patrick R. Murray, Ellen Jo Baron, James H. Jorgensen, Marie Louise Landry, Michael A. Pfaller (2007). Podręcznik mikrobiologii klinicznej, wyd. 9: American Society for Microbiology.

Wilson BA, Salyers AA, Whitt DD i Winkler ME (2011). Patogeneza bakteryjna: podejście molekularne. Trzecia edycja. Amerykańskie Towarzystwo Mikrobiologiczne Press, USA.

Woods GL i Waszyngton JA (1995). Klinika i Laboratorium Mikrobiologii. Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (red.): Zasady i praktyka chorób zakaźnych. 4 wyd. Churchilla Livingstone'a, Nowy Jork.


Obejrzyj wideo: Technika posiewów mikroorganizmów (Czerwiec 2022).


Uwagi:

  1. Voodoosida

    Myślę, że nie masz racji. Jestem pewien. Omówimy. Napisz w PM, porozmawiamy.

  2. Talford

    Moim zdaniem się mylisz. Jestem pewien. Mogę to udowodnić. Wyślij mi e -mail na PM, porozmawiamy.

  3. Leyati

    Jest w tym coś. Now everything is clear, thank you for your help in this matter.

  4. Bohort

    Jakie przydatne pytanie

  5. Dulmaran

    Popełniasz błąd. Napisz do mnie w PM, porozmawiamy.



Napisać wiadomość