Informacja

Co się stanie, jeśli będziemy stale stymulować roślinę mimozy?

Co się stanie, jeśli będziemy stale stymulować roślinę mimozy?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Wiem, że u ludzi istnieje pewien mechanizm, dzięki któremu zaczynamy ignorować pewne bodźce, jeśli utrzymują się przez dłuższy czas (np. nie czujemy cały czas naszych butów!).

Czy to samo może się zdarzyć w? Mimoza pudica? Czy może ponownie uzyskać oryginalne ułożenie liści, jeśli będzie stymulowane bez przerwy?

Myślę, że powinien to zrobić, w przeciwnym razie nie będzie w stanie rosnąć, jeśli będzie otoczony krzakami ze wszystkich stron, ponieważ będzie stale stymulowany i nie będzie w stanie prawidłowo przeprowadzić fotosyntezy.


Faktycznie zostało to eksperymentalnie wykazane przez wielu naukowców, którzy doszli do wniosku, że Mimoza rośliny, gdy są stale stymulowane, w końcu stają się niewrażliwe na te bodźce.

Ta strona podglądu książki w Książkach Google Nauka bezkręgowców przedstawia szereg podstawowych źródeł na Mimoza oraz inne rośliny reagujące na stymulację dotykową. Chociaż większości tych podstawowych źródeł nie można było od razu znaleźć w wyszukiwarce Google, udało mi się znaleźć oryginalną książkę Bose'a (1906), która opisuje habituację w Mimoza Zakład. (Rozdział IX, Strona 109)

Okaże się jednak, że jeśli liść Mimozy będzie stale stymulowany kolejnymi uderzeniami lub stukaniami, tak jak w eksperymencie z normalną odpowiedzią Pfeffera, liść za pierwszym razem opadnie. Ale chociaż ciosy będą kontynuowane, ogonek po pewnym czasie powróci do swojej normalnej, wyprostowanej pozycji. Jednak w tej wyprostowanej postawie dalsze uderzenia okazują się nie mieć na nią wpływu, ponieważ liść jest teraz niewrażliwy.


Mimoza Liście mają komórki mechanoreceptorowe, które wyczuwają stres mechaniczny poprzez białka zwane mechanoreceptorami (są podobne do tych, które odpowiadają za zmysł dotyku u zwierząt). Stymulowane mechanoreceptory powodują otwarcie kanałów jonowych, co prowadzi do depolaryzacji. Generuje to potencjał czynnościowy (AP; jak neurony), który z kolei aktywuje komórkę ruchową (Visnovitz i in., 2007). Komórki motoryczne powodują ruchy liści poprzez zmianę ich wewnętrznego ciśnienia turgoru (podobnie jak otwieranie i zamykanie aparatów szparkowych).

Repolaryzacja (jak w neuronalnym AP) wymaga czasu i Mimoza nie reaguje na bodźce, które są zbyt częste. Dodatkowym czynnikiem byłby czas potrzebny na rozluźnienie presji turgorowej.

Nie jestem biologiem roślin, ale jeśli porównam tę sytuację z sytuacją w neuronach, mogę spekulować, że długotrwały brak reakcji podobny do LTD może wystąpić z powodu regulacji w dół mechanoreceptorów. Wykazano, że Mimoza w rzeczywistości staje się niewrażliwy na uporczywy bodziec, taki jak ciągły spadek wody, a ponadto wykazuje długoterminową „pamięć” tego braku reakcji (Gagliano i in., 2014). Jednak dokładny mechanizm molekularny nie został wyjaśniony. Ponownie, istniałyby progi (na amplitudzie i częstotliwości) dla sygnału, aby wywołać tego rodzaju zmiany.


Bibliografia

  • Visnovitz T, Világi I, Varró P, Kristóf Z. Komórki mechanoreceptorowe na trzeciorzędowym Pulvini Mimosa pudica L. Sygnalizacja i zachowanie roślin. 2007;2(6):462-466.

  • Gagliano, Monica i in. „Doświadczenie uczy rośliny szybszego uczenia się i wolniejszego zapominania w środowiskach, w których ma to znaczenie”. Oekologia 175.1 (2014): 63-72.


Wyjaśnienie lekcji: Ruch w roślinach Biologia

W tym objaśnieniu nauczymy się opisywać tropizmy kontrolujące ruch w roślinach.

Wszystkie żywe organizmy są zdolne do poruszania się i reagowania na zmiany w swoim środowisku wewnętrznym i zewnętrznym. Te zmiany nazywane są bodźcami. Dlatego mówimy, że ruch i reakcja na bodźce to dwie charakterystyczne cechy żywych istot, a rośliny nie są wyjątkiem! Chociaż rośliny mogą wydawać się nieruchome, są zdolne do kilku różnych rodzajów ruchów w odpowiedzi na bodźce, takie jak światło, dotyk, ciepło i grawitacja.

Definicja: bodziec

Bodziec to każda zmiana w środowisku wewnętrznym lub zewnętrznym żywego organizmu, która może wpływać na aktywność organizmu.

Niektóre bodźce mogą wywołać u roślin odpowiedź kierunkową. Oznacza to, że reakcja może być skierowana w kierunku bodźca lub od niego. Ten rodzaj ruchu nazywa się tropizmem.

Definicja: tropizm

Tropizm to kierunkowa reakcja na wzrost lub ruch w kierunku od lub w kierunku bodźca.

Czy rośliny mają zmysł dotyku? Niektóre rośliny są niezwykle wrażliwe na dotyk. Kiedy wejdą w kontakt z twardym przedmiotem, mogą zinterpretować to jako bodziec i mogą się poruszyć w odpowiedzi na niego. W rzeczywistości niektóre rośliny są znacznie bardziej wrażliwe na dotyk niż ludzie! Roślina nie dotykająca mnie, Mimoza pudica, jest fascynującym przykładem ruchu w odpowiedzi na bodziec dotykowy, który nazywamy tigmonastią. Słowo thigmo pochodzi od greckiego słowa oznaczającego „dotyk”. Ten rodzaj ruchu nazywa się bezkierunkowym, ponieważ kierunek ruchu nie zależy od kierunku bodźca!

Definicja: Thigmonastia

Thigmonasty to bezkierunkowy ruch rośliny w odpowiedzi na bodziec dotykowy.

ten Mimoza roślina reaguje na dotyk błyskawicznie składając listki i opadając w ciągu zaledwie kilku sekund! Kiedy Mimoza roślina jest nienaruszona, listki są utrzymywane w pozycji poziomej. Kiedy roślina jest dotykana lub wstrząśnięta, listki zamykają się lub składają, jak pokazano na poniższym zdjęciu.

Rysunek 1

Otwieranie i zamykanie ulotek w Mimoza roślina zależy od zmian ciśnienia turgoru w komórkach roślinnych. Ciśnienie turgoru to ciśnienie wywierane przez wodę na wewnętrzne ściany komórki, które pomaga zachować kształt i sztywność komórki. W niezakłóconym Mimoza rośliny, wszystkie komórki są nabrzmiałe, ponieważ zawierają wodę. Ta jędrność pozwala roślinie pozostać w pozycji pionowej, a listki pozostają otwarte. Kiedy listki są dotykane, przesyłane są sygnały, które powodują, że tracą wodę do otaczających tkanek. Z powodu utraty wody, ciśnienie turgoru zostaje obniżone, a listki rośliny zamykają się i opadają.

Definicja: Ciśnienie Turgora

Ciśnienie turgoru to ciśnienie wywierane przez wodę, popychające błonę plazmatyczną do ściany komórkowej i utrzymujące kształt i sztywność komórki.

Podczas Mimoza rośliny są zdolne do poruszania się w odpowiedzi na dotyk, niektóre inne rośliny mogą faktycznie wykazywać wzrost w odpowiedzi na bodźce dotykowe. Nazywa się to tigmotropizmem lub haptotropizmem. Przyjrzyjmy się kilku interesującym przykładom tigmotropizmu.

Definicja: tigmotropizm (haptotropizm)

Tigmotropizm to kierunkowy ruch wzrostu rośliny w odpowiedzi na bodziec dotykowy.

Rośliny pnące, podobnie jak groszek ogrodowy, mają wyspecjalizowane struktury zwane wąsami. Wąsy to smukłe struktury, które pomagają podtrzymywać rośliny pnące, owijając się wokół obiektów, z którymi się stykają. Poniższe zdjęcie pokazuje wąsy rośliny owijające się wokół łodygi innej rośliny w celu wsparcia.

Rysunek 2

Kluczowe pojęcie: wąsy

Wąsy to smukłe, wyspecjalizowane struktury, które wspierają rośliny pnące, owijając się wokół obiektów, z którymi się stykają.

Wąsy takich roślin rozciągają się w powietrzu, aż wejdą w kontakt z twardym przedmiotem. Kiedy tak się dzieje, wyzwala uwalnianie hormonów roślinnych i białek, które powodują, że wąs owija się wokół obiektu. Komórki po stronie wąsów, która styka się z obiektem, rosną powoli, podczas gdy komórki po przeciwnej stronie są stymulowane do szybszego wzrostu, jak pokazano na rycinie 3. W ten sposób wąs zwija się lub skręca ściśle wokół obiekt. Wąs pogrubia się również tkanką mechaniczną, która zapewnia roślinom pnącym mocne, zewnętrzne podparcie, pomagając im pozostać w pozycji pionowej.

Przykład 1: Reakcja rośliny na bodziec dotykowy

Jaka jest reakcja roślin na bodziec dotykowy znany jako?

  1. Traumatotropizm
  2. Geotropizm
  3. Chemotropizm
  4. Hydrotropizm
  5. Tigmotropizm/haptotropizm

Odpowiedź

Wszystkie żywe organizmy są zdolne do poruszania się i reagowania na zmiany w swoim środowisku wewnętrznym i zewnętrznym. Chociaż rośliny mogą wydawać się nieruchome, są zdolne do kilku różnych rodzajów ruchu w odpowiedzi na bodźce, takie jak światło, dotyk, ciepło i grawitacja. Tropizm to słowo używane do opisania ruchów roślin w kierunku bodźca lub od niego.

Pytanie pyta, jak nazywa się reakcja rośliny na bodziec dotykowy. Przejrzyjmy udzielone odpowiedzi i zobaczmy, czy możemy znaleźć właściwą.

Jeśli spojrzymy na opcję A, traumatotropizm, zobaczymy, że słowo to składa się z dwóch części wyrazowych: uraz oraz tropizm. Jak wiemy, tropizm to ruch rośliny w kierunku bodźca lub od niego. Słowo część uraz opisuje uraz lub ranę. Łącząc te dwa elementy, widzimy, że traumatotropizm oznacza ruch rośliny w odpowiedzi na uraz, a nie dotyk, co oznacza, że ​​opcja A jest zła.

Słowo część geo- to przedrostek oznaczający „ziemia” lub „ziemia”. Możesz rozpoznać ten prefiks ze słów takich jak geografia oraz geologia! Ziemia wywiera siłę grawitacyjną na wszystkie obiekty, ciągnąc je w kierunku swojej powierzchni. Wariant B, geotropizm, opisuje ruch roślin w odpowiedzi na grawitację i dlatego też jest błędny.

Przejdźmy do opcji C, chemotropizm, i podzielmy ją na części słowne. Słowo chemia jest związany ze związkami chemicznymi. Słowo chemotropizm opisuje ruch lub wzrost roślin w odpowiedzi na chemikalia. Na przykład, kiedy korzenie rośliny wyczuwają w glebie przydatne składniki odżywcze i minerały, rosną w ich kierunku! Ta opcja jest również błędna, ponieważ nie opisuje reakcji rośliny na dotyk.

Wariant D, hydrotropizm, również jest niepoprawny. Słowo część hydro jest używany do opisu wody, jak możesz wiedzieć ze słów takich jak uwodnienie lub hydroliza! Hydrotropizm opisuje reakcję wzrostu roślin na obecność wody.

Ostatnią opcją jest tigmotropizm lub haptotropizm. Słowo thigmo pochodzi od greckiego słowa oznaczającego dotyk, a słowo part przypadkowo jest używany do opisu przywiązania w chemii i biologii. Tigmotropizm i haptotropizm opisują ruch lub przywiązanie rośliny w odpowiedzi na bodziec dotykowy.

Reakcja rośliny na bodziec dotykowy to zatem opcja E, tigmotropizm/haptotropizm.

Tropizmy mogą być negatywne lub pozytywne, oddalając się od bodźca lub w jego kierunku. Przyjrzyjmy się naszemu przykładowi rośliny pnącej, aby lepiej to zrozumieć. W tym typie tigmotropizmu wąsy stykają się z zewnętrznym obiektem stałym i są pobudzane do wzrostu w jego kierunku. Nazywa się to pozytywnym tigmotropizmem.

Negatywny tigmotropizm może być również przydatny dla roślin. W niektórych roślinach, takich jak rośliny strączkowe, korzenie rośliny polegają na swoim zmyśle dotyku, aby pomóc im wrosnąć w glebę bez napotykania oporu. Kiedy korzenie takich roślin wchodzą w kontakt z obiektami stałymi znajdującymi się pod ziemią, takimi jak skały lub kamienie, są one pobudzane do odrastania od nich. Ponieważ kierunek ruchu w tym przypadku jest oddalony od bodźca dotykowego, nazywa się to negatywnym tigmotropizmem.

Przykład 2: Tropizm w korzeniach roślin strączkowych

Jeśli podczas wzrostu korzenie pędu fasoli dotykają obiektu (np. podziemnej skały), przesyłane są sygnały zachęcające korzeń do odrastania od tego obiektu. Jaki tropizm jest tu pokazywany?

  1. Pozytywny grawitropizm
  2. Negatywny tigmotropizm/haptotropizm
  3. Ujemny hydrotropizm
  4. Pozytywny chemotropizm
  5. Negatywny fototropizm

Odpowiedź

Ruch rośliny w odpowiedzi na bodziec nazywa się tropizmem. Tropizmy mogą być pozytywne lub negatywne, rosnąć w kierunku bodźca lub od niego. Przyjrzyjmy się bliżej pytaniu i udostępnionym opcjom.

Pytanie opisuje korzenie pędów fasoli, które są stymulowane do odrastania od podziemnego obiektu, z którym się stykają. Wzrost lub odsunięcie od bodźca nazywa się negatywnym tropizmem. Jeśli spojrzymy na opcje, zobaczymy, że opcje A i D opisują pozytywne tropizmy. Te opcje można od razu wykluczyć.

Pozostałe trzy opcje, B, C i E, opisują jakąś formę negatywnego tropizmu. Rozbijając różne tropizmy na ich części słowne, opcja B używa przedrostków thigmo- oraz przypadkowo- co oznacza „dotyk”. Opcja C używa prefiksu hydro-, co oznacza „woda”, a opcja E używa przedrostka zdjęcie- co oznacza „światło”.

Jeśli połączymy różne części opcji B, zobaczymy, że negatywny tigmotropizm lub haptotropizm oznacza wzrost rośliny z dala od bodźca dotykowego. To doskonale opisuje wzrost korzeni pędów fasoli z dala od podziemnego obiektu!

W niektórych roślinach, takich jak rośliny strączkowe, korzenie rośliny polegają na swoim zmyśle dotyku, aby pomóc im wrosnąć w glebę bez napotykania oporu. Kiedy korzenie takich roślin wchodzą w kontakt z obiektami stałymi znajdującymi się pod ziemią, takimi jak skały lub kamienie, przesyłane są sygnały zachęcające korzeń do odrastania od nich. Pomaga im to znaleźć obszary gleby, które mogą swobodnie się rozwijać i zwiększa ich zdolność do pobierania minerałów i wody.

Rodzaj tropizmu wykazywany przez korzenie pędu fasoli jest zatem wariantem B, negatywny tigmotropizm/haptotropizm.

Innym rodzajem ruchu wykazywanym przez rośliny jest ruch w odpowiedzi na cykle światła dziennego, kiedy intensywność światła dostępnego dla rośliny zmienia się w zależności od pory dnia lub nocy. Na przykład, Mimoza rośliny zamykają liście w nocy. W niektórych innych roślinach, takich jak rośliny strączkowe, liście opadają w nocy i wracają do pozycji pionowej w ciągu dnia. Ten rodzaj ruchu nazywa się nyktynastyką lub ruchem snu. Tutaj bodźcem jest natężenie światła dziennego.

Definicja: Nyktynastia (Ruch snu)

Nyktynastia lub ruch snu to ruch roślin w odpowiedzi na cykle światła dziennego.

Na poniższym zdjęciu widać roślinę modlitewną, Maranta leuconeura, który jest dobrze znany z wykazywania ruchu podczas snu. Obraz po lewej pokazuje, jak ta roślina wygląda w nocy, z opadającymi liśćmi, podczas gdy obraz po prawej pokazuje roślinę z wyprostowanymi liśćmi w ciągu dnia.

Rośliny wykazujące ruch podczas snu mają fotoreceptory, które są wrażliwe na światło. Gdy natężenie światła dziennego jest niskie, fotoreceptory generują sygnał elektryczny, powodując w nocy opadanie liści rośliny. W ciągu dnia fotoreceptory wyczuwają wzrost natężenia światła i powodują, że liście rośliny powracają do pozycji pionowej.

Korzyści płynące z ruchów podczas snu nie są w pełni zrozumiałe. Jedna z teorii sugeruje, że opadanie liści w nocy pomaga zmniejszyć powierzchnię rośliny, aby zapobiec nadmiernej utracie wody w wyniku transpiracji. Ruchy podczas snu mogą sprawiać, że roślina wydaje się mniejsza lub zwiędła, co doprowadziło naukowców do przekonania, że ​​może to być mechanizm odstraszający roślinożerców od jedzenia tych roślin.

Przykład 3: Ruchy roślin w odpowiedzi na cykle światła/ciemności

Która z poniższych odpowiedzi najlepiej wyjaśnia, w jaki sposób rośliny strączkowe, rodzaj rośliny, wykorzystują ruchy do wykorzystania cykli światło/ciemność?

  1. Rośliny strączkowe przesuwają liście, aby zamknąć je w nocy i otworzyć je w ciągu dnia.
  2. Rośliny strączkowe poruszają liśćmi, aby zawsze rosły w kierunku Słońca.
  3. Rośliny strączkowe będą aktywnie poruszać korzeniami, aby znaleźć obszary o większej ilości światła słonecznego.

Odpowiedź

Niektóre rośliny, takie jak rośliny strączkowe, są zdolne do poruszania się w odpowiedzi na cykle światło/ciemność. Ten rodzaj ruchu nazywa się nyktynastyką lub ruchem snu. W tego typu ruchu bodźcem jest natężenie światła dziennego.

Jeśli przejrzymy opcje w pytaniu, od razu zauważymy, że opcja C jest błędna. Dzieje się tak, ponieważ korzenie rośliny nie potrzebują światła słonecznego, ponieważ nie przeprowadzają fotosyntezy! Rośliny nie mają więc powodu, aby przenosić korzenie, aby znaleźć obszary o większej ilości światła słonecznego.

Rośliny wykazujące ruch podczas snu mają fotoreceptory, które są wrażliwe na światło. Te fotoreceptory wyczuwają intensywność światła, a następnie przesyłają sygnały do ​​rośliny, powodując jej ruch w odpowiedzi na natężenie światła.

Stwierdzenie w opcji B mówi, że rośliny strączkowe poruszają liśćmi, aby zapewnić, że zawsze rosną w kierunku Słońca. Jest to z pewnością przydatny mechanizm wzrostu roślin, ponieważ zapewnia, że ​​liście rośliny otrzymują jak najwięcej światła słonecznego do fotosyntezy. Jednak to stwierdzenie nie odpowiada poprawnie na pytanie. Pytanie dotyczy konkretnie cykli światła/ciemności, które nie wchodzą w grę w opcji B.

Czym więc są cykle światło/ciemność i jak roślina je rozpoznaje? W ciągu dnia natężenie światła jest wysokie, a w nocy natężenie światła jest bardzo niskie. Ten cykl światła dziennego jest tym, do czego odnosi się pytanie, kiedy wspomina o cyklach światła/ciemności.

Gdy natężenie światła dziennego jest niskie, fotoreceptory generują sygnał elektryczny, powodując w nocy fałdowanie liści rośliny. W ciągu dnia fotoreceptory wyczuwają wzrost natężenia światła i powodują ponowne otwarcie liści. Nazywa się to ruchem snu lub nyktynastyką.

Jeśli spojrzymy na wariant A, to idealnie pasuje to do opisu ruchu snu: rośliny strączkowe będą przesuwać liście, aby je zamknąć na noc i otworzyć w ciągu dnia.

Poprawną odpowiedzią jest zatem opcja A.

Niektóre rośliny, takie jak bulwy, cebulki lub rozety, mają wyspecjalizowane korzenie zwane korzeniami kurczliwymi. Korzenie kurczliwe to pogrubione struktury korzeni, które mogą się kurczyć w trudnych warunkach środowiskowych, takich jak sezonowa susza. Ten rodzaj ruchu jest również nazywany ruchem pociągania. Poniższe zdjęcie przedstawia żarówkę hiacyntową z kurczliwymi korzeniami.

Gdy roślina rośnie, kurczenie się tych korzeni wywiera silne przyciąganie w dół na łodygę, co pomaga umieścić roślinę głębiej w glebie. Chroni to roślinę przed szkodliwym światłem i ciepłem w warunkach suszy.

Kluczowe pojęcie: kurczliwe korzenie

Korzenie kurczliwe to pogrubione, wyspecjalizowane struktury korzeniowe w bulwach, cebulkach i rozetkach, które służą do wciągania łodygi rośliny głębiej w glebę.

Teraz, gdy zrozumieliśmy niektóre z różnych rodzajów ruchów roślin, które dotyczą całych organów roślin, przyjrzyjmy się bliżej ruchowi na poziomie komórkowym.

Każda żywa komórka zawiera cytoplazmę, płyn, w którym zawieszone są wszystkie organelle komórki. Kluczową cechą cytoplazmy jest to, że jest w ciągłym ruchu. Widać to wyraźnie, gdy komórki niektórych roślin wodnych, jak Elodea canadensis lub Hydrilla verticillata, są obserwowane pod mikroskopem. Wydaje się, że cytoplazma jest w stałym przepływie rotacyjnym w jednym kierunku wewnątrz komórki. Ten stały ruch nazywa się strumieniowaniem cytoplazmatycznym.

Kluczowe pojęcie: strumieniowanie cytoplazmatyczne

Strumień cytoplazmatyczny to stały, jednokierunkowy przepływ cytoplazmy w komórce.

Poniższe zdjęcie pokazuje komórki liścia powierzchni Hydrilla verticillata pod mikroskopem dużej mocy. Zielone struktury, które możesz zobaczyć, to chloroplasty w tych komórkach. Kiedy obserwuje się je pod mikroskopem, chloroplasty w każdej komórce wydają się poruszać wzdłuż ściany komórki, zgodnie z ruchem wskazówek zegara lub przeciwnie do ruchu wskazówek zegara. Możemy wywnioskować, że chloroplasty poruszają się w ten sposób, ponieważ są omiatane przez stały przepływ rotacyjny cytoplazmy w każdej komórce.

Rysunek 6

W mniejszych komórkach, takich jak bakterie, składniki odżywcze przemieszczają się w komórce poprzez dyfuzję przez cytoplazmę. Komórki te mają zwykle rozmiar mniejszy niż 5 μm, co stanowi zaledwie 0,005 μm ! Jednak w organizmach wyższych, takich jak rośliny, komórki mogą mieć wielkość od 10 μm do 100 μm, co oznacza, że ​​dyfuzja składników odżywczych trwałaby zbyt długo. Zamiast tego przepływ cytoplazmatyczny jest odpowiedzialny za ruch składników odżywczych, metabolitów i organelli w tych komórkach. Utrzymując płyn w ciągłym ruchu, przepływ cytoplazmatyczny zapewnia zaopatrzenie organelli komórki w cząsteczki, których potrzebują do funkcjonowania.

Przykład 4: Zrozumienie ruchu w roślinach

Które z poniższych stwierdzeń na temat roślin jest poprawne?

  1. Rośliny są organizmami całkowicie nieruchomymi i nie można zmienić kierunku ich wzrostu.
  2. Rośliny nie mają żadnej formy cyklu snu/budzenia, aby reagować na cykle ciemności/światła.
  3. Rośliny mogą reagować na bodźce, takie jak światło i dotyk, poruszając się.
  4. Rośliny komunikują się między własnymi strukturami za pomocą ośrodkowego układu nerwowego.

Odpowiedź

Wszystkie żywe organizmy są zdolne do poruszania się i reagowania na zmiany w swoim środowisku wewnętrznym i zewnętrznym. Rośliny są zdolne do kilku różnych rodzajów ruchu w odpowiedzi na bodźce, takie jak światło, dotyk, ciepło i grawitacja.

Przyjrzyjmy się różnym stwierdzeniom podanym w pytaniu.

Pierwsze stwierdzenie mówi, że rośliny są organizmami całkowicie nieruchomymi i nie można zmienić ich kierunku wzrostu. Jest to błędne, gdyż rośliny potrafią zmieniać kierunek swojego wzrostu w odpowiedzi na zmiany w swoim środowisku wewnętrznym lub zewnętrznym, które nazywane są bodźcami. Niektóre rośliny są niezwykle wrażliwe na dotyk i mogą poruszać się w odpowiedzi na bodziec dotykowy. Nazywa się to tigmotropizmem. Na przykład, gdy korzenie niektórych roślin strączkowych napotykają podziemne skały w glebie, są one pobudzane do zmiany kierunku ich wzrostu.

Drugie stwierdzenie mówi, że rośliny nie mają żadnej formy cykli snu/przebudzenia, aby reagować na cykle światła/ciemności. Jednak jednym z bodźców, na który rośliny mogą reagować, jest światło. Niektóre rośliny, w tym rośliny strączkowe, mają fotoreceptory, które mogą wykrywać zmiany natężenia światła. Te rośliny zwijają lub zamykają liście w nocy i otwierają je ponownie w ciągu dnia. Ten rodzaj ruchu nazywa się nyktynastyką lub ruchem snu. To stwierdzenie jest zatem błędne.

Trzecie stwierdzenie mówi, że rośliny mogą reagować na bodźce, takie jak światło i dotyk, poprzez ruch. To stwierdzenie jest poprawne: rośliny są zdolne do reagowania na bodźce lub zmiany w swoim otoczeniu poprzez ruch.

Czwarte stwierdzenie mówi, że rośliny komunikują się za pomocą ośrodkowego układu nerwowego. To stwierdzenie jest również błędne, ponieważ rośliny nie mają scentralizowanego układu nerwowego. Rośliny zazwyczaj komunikują się między różnymi organami roślinnymi za pomocą sygnałów elektrycznych i substancji chemicznych, takich jak hormony roślinne. Na przykład, gdy wąs grochu natrafi na solidny przedmiot, hormony roślinne stymulują wąs, aby owijał się wokół obiektu.

Prawidłowe stwierdzenie o roślinach jest zatem takie, że rośliny mogą reagować na bodźce, takie jak światło i dotyk, poprzez ruch.


Fototropizm w pędach

Rośliny mogą wykrywać różne cechy światła, takie jak ilość, jakość, czas trwania i kierunek. Potrafią określić porę dnia i porę roku, wyczuwając i wykorzystując różne długości fal światła słonecznego. Rośliny są na ogół zdolne do wykrywania i reagowania na co najmniej trzy długości fal światła: niebieskie światło, czerwone światło, oraz dalekie czerwone światło. Różne długości fal są wykrywane przez różne fotoreceptory (Rysunek (PageIndex<2>)​​​​​), którego przykładem są fototropiny.

Rysunek (PageIndex<2>): Widmo absorpcyjne fototropin, fotoreceptorów światła niebieskiego w roślinach. Pochłaniają najwięcej światła w zakresie od 400 do 500 nanometrów (nm). Światło widzialne waha się od fioletu (400 nm) do czerwieni (700 nm). Światło ultrafioletowe ma krótszą długość fali niż światło widzialne, a dalekie czerwone światło ma dłuższą długość fali.

Końcówka strzelająca wykrywa światło i wywołuje fototropizm

W swoim traktacie z 1880 r. Siła ruchów w roślinach, Karol Darwin i jego syn Francis po raz pierwszy opisali fototropizm jako zginanie siewek w kierunku światła. W niektórych eksperymentach Darwinowie używali sadzonek traw. Kiedy nasiona traw kiełkują, główny liść przebija okrywę nasienną i glebę, będąc chronionym przez koleoptyl, pusta, cylindryczna osłona, która go otacza (Rysunek (PageIndex<3>) ).

Rysunek (PageIndex<3>): Koleoptyl jest otoczką otaczającą młode pędy niektórych siewek, w tym kukurydzy (pokazanej powyżej) i trawy (badane w eksperymencie fototropizmu Darwina). Zdjęcie autorstwa Melissy Ha (CC-BY)

Gdy sadzonka wyrośnie ponad powierzchnię, koleoptyl przestaje rosnąć i przebija ją główny liść. Jeśli umieścili nieprzezroczystą osłonę na końcówce, fototropizm nie wystąpił, mimo że reszta koleoptyla była oświetlona z jednej strony. Kiedy jednak zakopali roślinę w drobnym czarnym piasku, tak że odsłonił się tylko jej wierzchołek, nie było żadnej ingerencji w tropizm &mdash zakopany koleoptyl wygiął się w kierunku światła (Rysunek (PageIndex<4>) ). Podsumowując, światło było postrzegane przez wierzchołek rośliny (merystem wierzchołkowy), ale reakcja (zginanie) miała miejsce w innej części rośliny. Sygnał musiał wędrować od merystemu wierzchołkowego do podstawy rośliny.

Rysunek (PageIndex<4>): W eksperymencie Darwinsa nie było fototropizmu, gdy czubek koleoptyla był zakryty (po lewej). Po odsłonięciu końcówki wystąpił fototropizm (po prawej).

Teraz wiemy, że fototropizm jest odpowiedzią na niebieskie długości fal światła. Wykrywanie światła w merystemie wierzchołkowym odbywa się za pomocą fototropin zwanych fot1 oraz fot2, które konkretnie wykrywają niebieskie światło (Rysunek (PageIndex<5>) ). Trafnie nazwany fototropiny są receptorami białkowymi odpowiedzialnymi za pośredniczenie w odpowiedzi fototropowej. Podobnie jak wszystkie fotoreceptory roślinne, fototropiny składają się z części białkowej i części pochłaniającej światło, zwanej chromofor. Razem te dwa nazywane są chromoproteiną. W fototropinach chromofor jest kowalencyjnie związaną cząsteczką flawiny, stąd fototropiny należą do klasy białek zwanych flawoproteinami.

Rysunek (PageIndex<5>): Niebieskie światło aktywuje fot1 i fot2 (nie pokazano). Hormon auksyna (patrz sekcja Auxin) następnie gromadzi się po zacienionej stronie łodygi w odpowiedzi na aktywację fot1 i fot2. Auksyna promuje wydłużanie się komórek, powodując pochylanie się w kierunku światła.

Auksyna hormonalna z końcówki pędu stymuluje wydłużenie po zacienionej stronie łodygi

W 1913 r. duński fizjolog roślin Peter Boysen-Jensen wykazał, że sygnał chemiczny wytwarzany w wierzchołku rośliny był odpowiedzialny za wygięcie podstawy. Odciął czubek sadzonki, pokrył odcięty odcinek warstwą żelatyny, a następnie wymienił czubek. Po oświetleniu sadzonka wyginała się w kierunku światła. Jednakże, gdy nieprzepuszczalne płatki miki zostały włożone między końcówkę a przeciętą podstawę, sadzonka nie wyginała się. Udoskonalenie eksperymentu wykazało, że sygnał przemieszczał się po zacienionej stronie siewki. Kiedy płytka miki została włożona po oświetlonej stronie, roślina pochyliła się w kierunku światła. Gdy wykonano poziome nacięcie po oświetlonej stronie i wprowadzono do niego mikę, fototropizm był prawidłowy (Rysunek (PageIndex<6>) ). Dlatego sygnał chemiczny był stymulatorem wzrostu, ponieważ reakcja fototropowa obejmowała szybsze wydłużanie komórek po stronie zacienionej niż po stronie oświetlonej.

Rycina (PageIndex<6>): Eksperyment Boysena-Jensena wykazał, że sygnał chemiczny (obecnie znany jako auksyna) przeszedł z wierzchołka pędu na zacienioną stronę koleoptyla, powodując dodatni fototropizm.

Teraz wiemy, że hormon to sygnał chemiczny, który gromadzi się i stymuluje wydłużenie po zacienionej stronie koleoptyla. H.W. Went umieścił koleoptyl, który został wcześniej oświetlony z jednej strony na dwóch oddzielnych blokach agaru. Blok po stronie, która została zacieniona, akumulował prawie dwa razy więcej auksyny niż blok po stronie wcześniej oświetlonej (Rysunek (PageIndex<7>) ).

Rysunek (PageIndex<7>): Eksperyment Wenta wykazał, że stężenie auksyny było większe po zacienionej stronie koleoptyla.

Auksyna stymuluje wydłużanie komórek po zacienionej stronie łodygi w procesie zwanym hipoteza wzrostu kwasu: Auksyna powoduje, że komórki aktywują pompy protonowe, które następnie wypompowują protony z komórek do przestrzeni między błoną komórkową a ścianą komórkową. Ruch protonów do przestrzeni pozakomórkowej robi dwie rzeczy:

  • Aktywuje się niższe pH ekspansja, który zrywa połączenia między włóknami celulozowymi w ścianach komórkowych, czyniąc je bardziej elastycznymi.
  • Wysokie stężenie protonów powoduje, że cukry wnikają do komórki, co następnie tworzy gradient osmotyczny, w którym woda wnika do komórki, powodując jej ekspansję.

Rośliny szybciej zaczynają swój dzień niż nam się wydaje

Graficzna reprezentacja pełnej porannej sieci regulacji genów. Geny, które regulują co najmniej jeden cel znajdujący się poniżej, mają kolor ciemnoniebieski, podczas gdy inne geny są kodowane kolorami według okresu, w którym mają maksymalną ekspresję. Źródło: Daphne Ezer

Aby opisać coś jako powolne i nudne, mówimy, że to „jak obserwowanie wzrostu trawy”, ale naukowcy badający poranną aktywność roślin odkryli, że szybko rozpoczynają swój dzień – w ciągu kilku minut przed świtem.

Tak jak wschód słońca stymuluje chór ptaków o świcie, tak samo wschód słońca stymuluje aktywność roślin o świcie.

Wczesny poranek to ważny czas dla roślin. Nadejście światła na początku dnia odgrywa kluczową rolę w koordynowaniu procesów wzrostu roślin i jest główną wskazówką, która utrzymuje rytm wewnętrznego zegara roślin z cyklami dnia i nocy.

Ten wewnętrzny zegar dobowy pomaga roślinom przygotować się na dzień, na przykład kiedy najlepiej wykorzystać światło słoneczne, kiedy najlepiej otworzyć kwiaty dla zapylaczy i uwolnić pyłek oraz kiedy przygotować się do reagowania na warunki suszy.

Szczyt aktywności genów następuje w ciągu godziny przed świtem, wiele z tych genów koduje czynniki transkrypcyjne – białka regulujące ekspresję wielu dalszych genów – z rolami związanymi ze światłem, stresem i hormonami wzrostu, ale szczegóły dotyczące tego, jak ten szczyt jest kontrolowany nie jest rozumiany.

Naukowcy z Sainsbury Laboratory Cambridge University (SLCU) i University of York postanowili zbadać ten wybuch aktywności, aby lepiej zrozumieć, co dzieje się na poziomie genetycznym, pobierając co dwie minuty od świtu próbkę rzeżuchy Thale, Arabidopsis thaliana, aby zmierzyć aktywność genów .

Fotoreceptory fitochromowe i kryptochromowe kontrolują sygnalizację świetlną o świcie za pośrednictwem czynników transkrypcyjnych BBX i HY5: (A) Przegląd zależności regulacyjnych między czynnikami transkrypcyjnymi HY5 i BBX wczesnym rankiem oraz (B) potwierdzone krawędzie podsieci regulującej geny obejmujące BBX31 i HY5 . Źródło: Marcin Balcerowicz

„Postanowiliśmy bardziej szczegółowo scharakteryzować dynamikę„ wybuchu świtu ”, koncentrując się na ekspresji genów czynników transkrypcyjnych. W ciągu dwóch godzin po świcie znaleźliśmy trzy różne fale ekspresji genów. Pierwsza z nich występuje zaledwie 16 minut po świcie i trwa tylko 8 minut." powiedział dr Martin Balcerowicz, badacz z SLCU i pierwszy autor badań opublikowanych w Roślina molekularna.

„Wiele z tych genów jest wrażliwych na światło i temperaturę, ale chcieliśmy dowiedzieć się konkretnie, jak koordynowana jest transkrypcja tych genów. Zakłócanie sygnalizacji fotoreceptorów, zegar dobowy i sygnały świetlne pochodzące z chloroplastów powodowały problemy w niektórych genach "ekspresję, ale duża część genów nadal nie została naruszona. Wskazuje nam to, że niektóre ścieżki w górę są zbędne i że w grę wchodzą dodatkowe regulatory."

Zespół zintegrował swoje dane z już opublikowanymi danymi dotyczącymi wiązania czynnika transkrypcyjnego z DNA i zidentyfikował sieć regulacji genów o świcie, z dwoma kluczowymi regulatorami sygnalizacji świetlnej – HY5 i BBX31 – w jej rdzeniu. Wiadomo, że te czynniki transkrypcyjne wspólnie kontrolują deetiolę, która jest przełącznikiem rozwojowym, któremu przechodzi sadzonka, gdy wynurza się z gleby, doświadczając po raz pierwszy światła i zaczyna zielenieć i rozwijać swoje liście. Wydaje się, że te geny odgrywają również kluczową rolę podczas przejścia z ciemności do światła o świcie.

"In fact, multiple BBX genes form part of the dawn burst alongside BBX31, HY5 and its homologue HYH," says Dr. Balcerowicz. "These genes include both positive and negative regulators of the light response. We found that they act downstream of phytochrome and cryptochrome photoreceptors to control a light-induced subset of dawn burst genes, with HY5 and BBX31 having largely antagonistic roles. This observation strengthens the idea that HY5 and BBX genes act in concert to fine-tune light responses in the context of the day-night cycle."

Dr. Daphne Ezer, lecturer in Computational Biology at the University of York and senior author of the study, investigates gene-environment interactions through analysis of gene networks. "By studying gene networks we can interpret how plants integrate light and temperature signals in the early morning to entrain the circadian clock. Taken together, our results show that phytochrome and cryptochrome signaling is required for fine-tuning the dawn transcriptional response to light, but separate pathways can robustly activate much of the program in their absence."

"Characterizing the peak we see in gene expression that results from the onset of light is useful in helping us to understand how plants respond to light and, in particular, for crops grown under artificial lighting, how this dawn burst impacts longer term on growth."


History of Learning in Mimoza pudica

Perhaps the first study of learning in plants was a habituation experiment reported by Pfeffer (1873) using the sensitive plant Mimoza. In this experiment, repeated mechanical stimulation of leaflets led to a decrease in sensitivity. Bose (1906) also looked at habituation of leaf closing in Mimoza. Bose confirmed Pfeffer’s findings and extended them by reporting that electrical stimulation, in addition to mechanical stimulation, can initiate leaflet closure. He also showed that a sufficient rest period was necessary before leaflet closure could be evoked again. It is important to note that he used an automated apparatus during this experiment.

Following Bose’s findings, the question naturally arises as to whether Mimoza can discriminate between stimuli. This was answered in the affirmative by Holmes and Gruenberg (1965) whose experimental design included a drop of water and finger touch as stimuli. After the plant habituated to water drops, the leaflet was touched with a finger. Finger touch now elicited leaflet closure even though the leaflet no longer responded to a drop of water. This experiment is important for two reasons. First, it provides data that the habituation of leaflet closure were not the result of fatigue. If the results were due to fatigue the leaflets would not respond to finger touch. Secondly, the results suggest that Mimoza can discriminate between stimuli.

The results of Holmes and Gruenberg (1965) motivated Applewhite (1972) to investigate whether some of the training variables known to influence habituation in animals also influence the habituation of Mimoza. In his experiment, Applewhite (1972) varied interstimulus interval (the time between stimulus presentations) and showed that as the interstimulus interval increased so did the time needed for habituation. Applewhite’s experiment was unique in at least two aspects: he used a preparation where leaflets were detached from the stem and placed in water (as opposed to using leaflets attached to the stem as others have done) and, he employed a dishabituation control. Unfortunately, given the previous results of Holmes and Gruenberg (1965) on the ability of Mimoza to discriminate between stimuli, he was not able to demonstrate dishabituation.

The study by Holmes and Gruenberg (1965) may be the first formal investigation of classical conditioning in plants. The purpose of this study was to condition Mimoza by pairing a light touch to a leaflet as the conditioned stimulus (CS) with an electric shock unconditioned stimulus (US). The electric shock was administered at the base of the plant. After 4 days of stimulus pairings the experiment showed no evidence of conditioned responses. The inability to find classical conditioning in Mimoza was confirmed by Holmes and Yost (1966).

Successful classical conditioning in Mimoza was, however, reported by Haney (as cited in Applewhite, 1975). In this procedure a change in illumination was the CS and touch was the US. While the experiment reported some conditioned responses to the CS, the experiment is difficult to interpret because of a lack of control groups (Applewhite, 1975). In further research, Armus (1970) replicated the experiment using a similar design and included a backward conditioning control group. However, attempts by Levy et al. (1970) failed to replicate the results of the original Haney experiments thereby calling into question the replicability of Armus (1970).

Additionally, Thomas performed an experiment on classical conditioning in Mimoza that took advantage of the finding that, under field conditions, the leaflets of Mimoza slowly drop as dusk approaches and slowly rise at dawn (personal communication). In the experiment, the CS was turning on the light in the growth chamber and the US was touching selected leaflets. Thomas found that leaflets in the paired condition showed conditioning compared to a light only or alternating stimulation condition. This finding should be replicated with controls for pseudoconditioning.

The most comprehensive and recent study of habituation of Mimoza was performed by Gagliano et al. (2014). Using leaflet closure as the dependent variable, and vertical dropping of the plants as the stimulus, the results confirm Holmes and Gruenberg (1965). Gagliano et al. (2014) employed a more controlled technique and investigated more phenomena including short and long term recall and the effect of light intensity. Both Holmes and Gruenberg (1965) and Gagliano et al. (2014) contained a control for dishabituation. Given the importance of the Gagliano et al. (2014) experiment and the failure to replicate some previous experimental results it is critical that the Gagliano et al. (2014) results be repeated by an independent laboratory.

Oprócz Mimoza, habituation has been found in the carnivorous plant Drosera (sundew). When sundew tentacles are repeatedly stimulated they stop curling toward the stimulus (Pfeffer, 1906). In addition to sundew, Applewhite (1975) cites an experiment by Darwin reportedly showing habituation in the passion flower (Passiflora gracilis). During this experiment, when Darwin mechanically stimulated the passion flower tendrils, the tendrils no longer responded after 54 h of training. Using a different approach, Abramson et al. (2002) investigated the use of bioelectrical potentials as a method to explore plant behavior. Gold surface electrodes were placed on the upper surface of individual Philodendron cordatum with additional reference electrodes placed underneath. The dependent variable was the frequency of electrical activity detected by the electrodes. Plants were exposed to 6 h of light only, dark only, or alternating 1 min periods of light/dark. Following 6 h of “training,” all plants were exposed to a 10 min test period in darkness. The results revealed differences among the groups, but these differences were not interpreted as reflecting learning. However, the study did support the idea of using bioelectrical potentials with plants. We attempted to use the same procedure with Mimoza, but we could not reliably implant electrodes into the leaflets and stem. Debono (2013a) has also suggested that evoked extracellular activity at the level of the whole plant might be used as a dependent variable to investigate learning in plants. All these experiments need to be replicated with control procedures with individual data provided.

In an interesting article, Karpinski and Szechynska-Hebda (2010) discuss the intellect of plants from memory to intelligence. By studying recall, the researcher investigates a host of independent variables and that are solidly anchored to a set of dependent variables. This study focused on recall at the cellular level rather than as an externally observable behavior. The discussion of plant learning at various levels, from cellular to organismal and from different scientific fields is exactly what is advocated for in this article


Pory roku

Changes in photoperiod (see above) are one aspect of annual environmental rhythms that humans mark as the passing of "seasons." In addition to the duration of daylight (photoperiod), other ecological features such as light intensity, temperature, and humidity all vary with season. Seasons are ultimately due to the earth's rotation around its tilted axis as it orbits the sun.


When Plants Go to War

C ompared to the hectic rush of our bipedal world, a plant’s life may appear an oasis of tranquility. But look a little closer. The voracious appetites of pests put plants under constant stress: They have to fight just to stay alive.

And fight they do. Far from being passive victims, plants have evolved potent defenses: chemical compounds that serve as toxins, signal an escalating attack, and solicit help from unlikely allies.

However, all of this security comes at a cost: energy and other resources that plants could otherwise use for growth and repair. So to balance the budget, plants have to be selective about how and when to deploy their chemical arsenal. Here are five tactics they’ve developed to ward off their insect foes without sacrificing their own wellbeing.

Rather than pump out chemical defenses 24-7 (a waste of resources), plants hold off production until an attack is underway. As soon as an insect bites a leaf, the leaf sounds the alarm by emitting volatiles—chemical flares that tell other parts of the plant, as well as its neighbors, to start manning the barricades.

This early warning system works via a cascade of molecular events. First, it triggers the release of “jasmonate” hormones, which in turn break down proteins known as JAZ. These proteins silence genes that direct the manufacture of various toxic and protective chemicals. By eliminating JAZ, jasmonate hormones free these genes to express themselves, thus powering up a plant’s weapons assembly line.

What the Meadow Teaches Us

Anyone who believes that life is a battlefield full of individual warriors should go out into the meadows on a spring night. There, you can learn that the biosphere does not spawn cutoff, clearly differentiated individuals who compete against one. CZYTAJ WIĘCEJ

Plants also make use of underground networks to warn each other of impending danger. Many species have a symbiotic relationship with a soil-borne fungus, which penetrates the outer layers of a plant’s roots, feeding off its carbon stores and helping it take up vital nutrients such as nitrogen and phosphorus in return. The fungus grows by sending out long, threadlike branches called hyphae, which colonize nearby plants, forming vast underground webs.

In experiments with bean plants, when researchers placed aphids on a plant encased in a polythene bag (so it couldn’t broadcast warnings by air), other plants hooked up to the subterranean fungal web began churning out defensive compounds. Their unconnected neighbors, however, did not. The fungus appears to work like a biological Internet, carrying vital intelligence from plant to plant.

Plants also conserve resources by recruiting allies to fight some of their battles for them. Among a plant’s armaments are volatiles that beckon predators of its insect attackers.

When caterpillars graze European maize, for example, the plants emit the volatile β-caryophyllene, which attracts parasitic wasps. The wasps lay their eggs inside the caterpillars, slowing their feeding and eventually, when the eggs hatch a few weeks later, killing them. European maize also releases β-caryophyllene below ground in response to rootworm attacks. This signal drifts through pores in the soil, calling to predatory roundworms: “Dinner’s ready, come and get it!”

In some cases, however, a call for help can invite unwelcome guests. Maize varieties cultivated in the United States, for example, have lost the ability to produce β-caryophyllene, leaving them more vulnerable to insect attacks. But when researchers restored the gene responsible for producing this chemical in laboratory plants, their roots became infested with a pathogenic fungus. The fungus, it seemed, had evolved to recognize β-caryophyllene as an invitation, presenting the maize with a tough choice: Keep its wasp and worm allies, and succumb to the fungus—or take its chances against the herbivores.

Why go to the trouble of firing weapons willy-nilly when you can lure your attacker into a carefully set trap? Plants in the Brassicaceae family (including broccoli, cabbage, and mustard) store seemingly harmless compounds known as glucosinolates in cellular compartments next to stores of enzymes called myrosinase. The two reserves are separated only by a thin cell wall. When an unsuspecting herbivore chews through this wall, the myrosinase enzymes mix with the glucosinolates, catalyzing chemical reactions that engulf the attacker in a toxic cloud. (It’s these reactions that give Brassicaceae species their characteristic bitter flavors and antioxidant properties.)

Only when these booby traps are effective, however, will plants put more resources into creating them. When chewing insects such as caterpillars activate the traps, the resulting damage induces the plant to ramp up glucosinolate production. However, sucking insects such as aphids, which avoid setting off the traps by feeding through a needlelike tube, have little effect: The plant doesn’t waste resources on ineffective weapons.

Some plants have learned the communication codes of their enemies and use them to spread false information. Aphids, for example, release the pheromone β-farnesene when a predator attacks. This warning tells other aphids in the area that they’ve been rumbled and it’s time to skedaddle. Plants often emit β-farnesene during an aphid attack, perhaps in an attempt to scare off their aggressors by aping their distress call. But not just any β-farnesene signal will do.

In most cases, plants release the pheromone in a steady stream as part of a mixture of defensive volatiles, and aphids have learned to ignore it. The wild potato, however, has found a way to modify this signal to successful effect: It stores the pheromone in delicate bulbs on the ends of tiny leaf hairs. When an aphid lands on the leaf, its legs stick to the leaf’s tacky surface. As the aphid thrashes about trying to free itself, it breaks the bulbs, releasing β-farnesene in bursts that seem to mimic an aphid’s pulsed alarm call.

During a hard-fought battle, a plant must tend to its injuries. A range of compounds known as green leaf volatiles act as antiseptics, protecting damaged tissue against bacterial or fungal infection. (These volatiles, which make up the fragrance of freshly cut grass, send another warning to neighboring plants, reminding them that danger is at hand.)

An injured plant also produces traumatic acid, known as the “wound hormone,” which stimulates cell division to close up a laceration in much the same way that blood clots in an animal’s wound. These responses happen within minutes of attack: Plants begin patching themselves up while still fighting off invaders. A plant must therefore constantly decide how to divide its resources between defense and regeneration.

And as the struggle between plants and insects plays out generation after generation, each opponent is continuously revising its playbook to try to gain the upper hand. Insects, for example, are beginning to evolve antidotes to plants’ various defenses, including the ability to neutralize toxins or even steal them for their own ends, thus pressuring plants to develop new tactics. This war is a Red Queen’s arms race: Both sides are running at full tilt just to stand still.

Mike Newland is a post-doctoral research assistant at the University of East Anglia, looking at interactions between the biosphere and atmosphere.

This article first appeared online in our “Stress” issue in December, 2015.


PHYSIOLOGICAL EFFECTS OF ELECTRICAL SIGNALS

Apart from the different induction mechanisms, both AP and VP are capable of informing distant cells about local stimuli, causing them to act appropriately. Numerous functions of electrical signalling exist in plants (Table 1) insectivorous plants are well-known examples of the occurrence of short-distance signalling. Na przykład, Drosera oraz Dionaea, which live in nitrogen-depleted areas, use APs within specialized leaf traps to catch insects in order to secure their nitrogen supply ( Sibaoka 1969 Williams & Pickard 1972a,b ). w Dionaea, catching starts with the release of calcium into the cytosol of the sensor cells ( Hodick & Sievers 1988 ), induced by mechanical pressure of one of the trigger hairs. Subsequently, an AP is generated without any response of the trap. If any of the trigger hairs is bent no later than 40 s after the first, a second fast AP (20 cm s −1 ) is evoked to close the trap. After closure, enzymes are exuded to digest the prey. The process of two APs serves to protect the plant against accidental stimulation, but it remains an open question why the trap, having a kind of memory, only responds to the second AP. Another well-documented implication of short-distance electrical signalling is an increase in respiration following cutting as well as electrical stimulation of the thallus of C. conicum ( Dziubinska, Trebacz & Zawadzki 1989 Trebacz i inni. 2006). Changes in the respiration rate concomitant with the transmission of electrical signals are also reported for Vicia faba seedlings ( Filek & Koscielniak 1997 ) and after the pollination of flowers ( Sinyukhin & Britikov 1967 , Fromm, Hajirezaei & Wilke 1995 ). w Poślubnik flowers, self-pollination as well as cross pollination induce a series of 10–15 APs (firing) which cause a transient increase in the ovarian respiration rate, indicating that its metabolism is prepared for fertilization. By contrast, cold shock of the stigma evokes a single AP of different duration, whereas wounding causes a strong depolarization of irregular form. Both treatments cause a spontaneous decrease in the ovarian respiration rate and reduce metabolite concentrations ( Fromm i inni. 1995 ).

Bodziec Sygnał Plant Physiological effect Reference(s)
Mechaniczny AP Dionaea Trap closure Release of digestive enzymes Sibaoka 1969
Mechaniczny AP Drosera Tentacle movement to wrap around the insect Williams & Pickard 1972a,b
Cold shock, mechanical AP Mimoza Regulation of leaf movement Fromm & Eschrich 1988a,b,c Sibaoka 1966, 1969
Elektryczny AP Chara Cessation of cytoplasmic streaming Hayama, Shimmen & Tazawa 1979
Elektryczny AP Conocephalum Increase in respiration Dziubinska i inni. 1989
Zapylanie AP Incarvilea, Hibiscus Increase in respiration Sinyukhin & Britikov 1967 Fromm Hajirezaei & Wilke 1995
Re-irrigation AP Zea Increase in gas exchange Fromm & Fei 1998
Cold shock AP Zea Reduction in phloem transport Fromm & Bauer 1994
Electrical, cooling AP Luffa Decrease of elongation growth of the stem Shiina & Tazawa 1986
Elektryczny AP Lycopersicon Indukcja pin2 Ekspresja genu Stankovic & Davies 1996
Ogrzewanie VP
Ogrzewanie VP Vicia Increase in respiration Filek & Koscielniak 1997
Ogrzewanie VP Solanum Induction of jasmonic acid biosynthesis and pin2 Ekspresja genu Fisahn i inni. 2004
Wounding VP Pisum Inhibition of protein synthesis, formation of polysomes Davies, Ramaiah & Abe 1986 Davies & Stankovic 2006
Ogrzewanie VP Mimosa, Populus Transient reduction of photosynthesis Koziolek i inni. 2004 Lautner i inni. 2005

Apart from short-distance signalling, long-distance transmission via the phloem pathway is a well-known mechanism in many plants. In maize, APs generated by re-watering plants in drying soil cause increases in the CO2 i H2O gas exchange of the leaves ( Fromm & Fei 1998 ), whereas APs triggered by cold shock of leaf tips cause a reduction in phloem transport of distant leaf parts ( Fromm & Bauer 1994 ). w Mimoza, both AP and VP cause the leaflets to fold together (Fig. 2), making the leaf look dead and unappealing to a would-be herbivore. Apart from the role of electrical signals in the regulation of leaf movements, it has been demonstrated that electrical signals affect photosynthesis in Mimoza ( Koziolek i inni. 2004). Flaming of a leaf pinna evokes a VP that travels rapidly into the neighbouring pinna to eliminate the net CO2 uptake rate and reduce the quantum yield of electron transport through photosystem II (PSII). In coincidence with Mimoza, further research on poplar trees shows that the flaming of a leaf also evokes electrical signals that travel across the shoot to adjacent leaves where the net CO2 uptake rate as well as the quantum yield of electron transport through PSII are temporarily reduced (Fig. 4, Lautner i inni. 2005). Recently, evidence has been found in Chara corallina that the electrical signals arising at the plasmalemma are transmitted to the thylakoid membranes and that fluorescence changes derive from the increase in pH gradient at the thylakoid membrane ( Bulychev & Kamzolkina 2006 ). Further research needs to be done on the responsiveness of molecules involved in electron transport and CO2 uptake during electrical signalling. Clearly, the involved ion fluxes or/and the amplitude and duration of the electrical signal play a key role in the generation of the photosynthetic response. For example, upon flaming, calcium-deficient plants show reduced electrical signal amplitudes and no response in leaf gas exchange ( Lautner i inni. 2005 ).

Photosynthetic response of electrical signalling in poplar. (a) Experimental arrangement of gas exchange recordings. The plant was heat stimulated for 3 s by the flame of a lighter at the base of a mature leaf (*) to evoke a VP (see Fig. 1d). (b) Typical response of JCO2 oraz gH2O of the opposite, right leaf at a distance of 15 cm upon flaming of the left leaf. The arrow denotes the instant of injury. At 180 s after stimulation, the net CO2 uptake rate (black graph) decreased immediately and then recovered almost completely after 900 s, while the gH2O (grey graph) remained stable. (c) Spatio-temporal changes of ΔF/Fm assessed by chlorophyll fluorescence imaging. The image area (length, 22 mm width, 17 mm) covers the center of a leaf while the opposite leaf was stimulated by flaming (*) at a distance of 15 cm similar to the set-up shown in (a). Times are given in relation to the instant of injury (at time 0). Changes in ΔF/Fm took 240 s to become apparent. A false colour shift from blue to yellow in the intervein area, equivalent to a reduction of ΔF/Fm from 0.6 to about 0.2, indicates the decrease of photosynthesis. The bar translates the false colour code into values of ΔF/Fm.

Furthermore, numerous other physiological consequences of plant excitation have been reported by various groups (Table 1). w Luffa cylindrica, elongation growth of the stem decreases after the generation of a single AP ( Shiina & Tazawa 1986 ). w Arabidopsis, changes in gene expression are seen within minutes after touching, and recent research is revealing the types of genes up-regulated by touch and implicate Ca 2+ signalling, cell wall modification and disease resistance as potential downstream responses ( McCormack i inni. 2006). Special interest has been paid to the regulation of the proteinase inhibitor gene (pin2) expression in tomato which responds to wounding by induction of proteinase inhibitor activity in distant parts of the plant. Wildon i inni. (1992) provided first evidence that the systemic wound signal is a transmitted electrical signal, while Stankovic & Davies (1996) showed that both, AP as well as VP, induce pin2 Ekspresja genu. Oprócz pin2 gene expression, Fisahn i inni. (2004) demonstrated that jasmonic acid biosynthesis, too, is induced by electrical signals in potato plants.


Tactic: Plant Movement

Tactic movements are movements of locomotion, which are induced by some unidirectional external stimuli. Their direction is controlled by the direction of the stimulus. Depending upon the type of stimulus, these movements are of the following three types.
i) Phototactic: These movements are in response to unidirectional light.
ii) Chemotactic: These movements are in response to certain unidirectional chemical stimuli.
iii) Thermotactic: These movements are in response to certain unidirectional temperature stimuli.


A man-made material that mimics the curling of the mimosa leaflet

(Phys.org)—A combined team of researchers from the Australian National University and City University of Hong Kong has created a material that is capable of mimicking the action of a mimosa leaflet when it is touched. W swoim artykule opublikowanym w czasopiśmie Postępy w nauce, the team describes their material and how it reacts when a drop of liquid is deposited onto its surface.

As the researchers note, nature is filled with examples of living systems that react to stimuli by engaging in self-organization behaviors. One such example is the fern-like mimosa plant, it has multiple leaflets along individual twigs that are each independently sensitive to touch—such stimuli (such as children over the generations having some fun with their friends) causes the leaflet to curl up into a hollow tube shape resembling a very small straw. Developing materials with similar characteristics is highly desirable because it allows for creating unique products, such as very low power sensors.

In this new effort, the researchers created the new material by fashioning stacks of multi-function layers of a Janus nanoparticle based material (offering opposite hydrophilic-hydrophobic properties) to a bottom layer made of polyvinyl chloride microfibers. The result was a thin length of flat white material with a larger round formation at one end. When a liquid was dropped onto the round formation, the liquid was pushed, through self-action, by the material all the way to the other end—as it was pushed, the material curled from one end to the other, resulting in what looked like an ordinary straw. The researchers report that the action was fast, taking just 33 milliseconds to get started. They note also that the self-action was reversible as well—as the material dried, it flattened.

In addition to providing a roadmap for the development of a new class of self-organizing materials, the team believes their material could be used in a wide variety of applications, ranging from sensors built into clothes (which could self-activate when exposed to sweat) to sensors made for responding to other bodily fluids. It might even prove suitable for harvesting water from fog or for creating micro-robotic devices programmed by shape.

Modular microfluidics: Janus-based Mimosa Origami strips with double-ended bulbs on a superhydrophobic PS-PDMS substrate showing in-channel droplet mixing. Credit: Wong et al. Nauka. Przysł. 2016 2 : e1600417 Mimosa Origami assembly of the Janus bilayer strips performing double right-angle turns on a superhydrophobic PS-PDMS substrate. Credit: Wong et al. Nauka. Przysł. 2016 2 : e1600417 Modular microfluidics: Janus-based Mimosa Origami strips at a T-junction, showcasing double-ended split for potential in multichannel capabilities. Credit: Wong et al. Nauka. Przysł. 2016 2 : e1600417 Static self-assembling properties of circular-shaped Janus bilayer demonstrating artificial tropism in response to a microdroplet. Credit: Wong et al. Nauka. Przysł. 2016 2 : e1600417

Abstrakcyjny
One of the innate fundamentals of living systems is their ability to respond toward distinct stimuli by various self-organization behaviors. Despite extensive progress, the engineering of spontaneous motion in man-made inorganic materials still lacks the directionality and scale observed in nature. We report the directional self-organization of soft materials into three-dimensional geometries by the rapid propagation of a folding stimulus along a predetermined path. We engineer a unique Janus bilayer architecture with superior chemical and mechanical properties that enables the efficient transformation of surface energy into directional kinetic and elastic energies. This Janus bilayer can respond to pinpoint water stimuli by a rapid, several-centimeters-long self-assembly that is reminiscent of the Mimosa pudica's leaflet folding. The Janus bilayers also shuttle water at flow rates up to two orders of magnitude higher than traditional wicking-based devices, reaching velocities of 8 cm/s and flow rates of 4.7 μl/s. This self-organization regime enables the ease of fabricating curved, bent, and split flexible channels with lengths greater than 10 cm, demonstrating immense potential for microfluidics, biosensors, and water purification applications.


Obejrzyj wideo: Roślina - Aniołowie (Czerwiec 2022).


Uwagi:

  1. Qaseem

    może zamknąć przestrzeń ...

  2. Gringolet

    Nowe posty, IMHO, są w dzisiejszych czasach zbyt rzadkie :)

  3. Gyurka

    Całkiem dobrze! Myślę, że to dobry pomysł. Zgadzam się z Tobą.



Napisać wiadomość