Informacja

2: Dynamika błon - Biologia

2: Dynamika błon - Biologia


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Studenci badają wpływ wielkości cząsteczek na dyfuzję przez syntetyczną selektywnie przepuszczalną membranę. Dodatkowe pytania wprowadzają uczniów w rolę białek w transporcie substancji polarnych przez błonę komórkową i prowadzą uczniów w analizie względnych zalet dwóch różnych typów modeli błony komórkowej.

  • 2.1: Protokół membranowy
    Każda komórka jest otoczona selektywnie przepuszczalną błoną komórkową, która reguluje to, co wchodzi i wychodzi z komórki. Selektywnie przepuszczalna membrana umożliwia niektórym typom cząsteczek i jonów dyfuzję przez błonę i zapobiega przenikaniu innych typów cząsteczek i jonów przez błonę. Na przykład tlen może przejść przez selektywnie przepuszczalną błonę komórkową, ale duże cząsteczki, takie jak białka i DNA, nie mogą przejść przez błonę komórkową.
  • 2.2: Uwagi dotyczące przygotowania nauczyciela membrany
    Studenci badają wpływ wielkości cząsteczek na dyfuzję przez syntetyczną selektywnie przepuszczalną membranę. Dodatkowe pytania wprowadzają uczniów w rolę białek w transporcie substancji polarnych przez błonę komórkową i prowadzą uczniów w analizie względnych zalet dwóch różnych typów modeli błony komórkowej.

2.3: Krzywizna membrany

W naturze występuje duża różnorodność złożonych kształtów komórek i organelli komórkowych, a zrozumienie funkcji morfologii i sposobu jej wytwarzania było intrygującym pytaniem i wyzwaniem. Na przykład komórki bez błon wewnętrznych, takie jak komórki prokariotyczne i erytrocyty, mogą przybierać różne kształty dostosowane do ich celów. Krętki, rodzaj bakterii, mają kształt korkociągu, co może być korzystne dla penetracji i upakowania do komórek gospodarza, podczas gdy dwuwklęsły kształt erytrocytów w kształcie dysku zapewnia optymalny stosunek powierzchni do objętości dla wymiany tlenu między hemoglobiną a środowiskiem zewnętrznym [4].

Istnieją znaczne lokalne różnice w krzywiźnie błony nawet w obrębie pojedynczej komórki, przy czym błony wewnętrzne nadają organelli międzykomórkowych różne kształty. Błony plazmatyczne, błony organelli aparatu Golgiego, endosomu i retikulum endoplazmatycznego (ER), jak widać na rycinie (PageIndex<1>), wszystkie mają zróżnicowaną krzywiznę, a krzywizna ich błony regularnie przechodzi dynamiczną przebudowę dla ich określonych funkcji [1] . Kształty określone przez krzywizny ich błon międzykomórkowych Golgiego i ER, na przykład, maksymalizują powierzchnię przy jednoczesnym utrzymaniu małej objętości wewnętrznej, co umożliwia wydajny i szybki transport białek do i z tych organelli [4].

Rysunek (PageIndex<1>) Lokalne różnice w krzywiźnie błony w komórce [1].

Konformacja (krzywizna i kształt) błon komórkowych lub międzykomórkowych składających się z półprzepuszczalnych dwuwarstw fosfolipidowych jest aktywnie modulowana przez oddziaływanie między fosfolipidami, cholesterolami i białkami. Dla żywych organizmów niezbędna jest regulacja krzywizn błon, ponieważ umożliwia to komórkom i organelli przybieranie określonych kształtów, odpowiednich dla ich funkcji, a procesy, takie jak endocytoza i egzocytoza, są zależne od przebudowy błony, która ma podtrzymać życie i nieprawidłowe działanie układu regulacyjnego może prowadzić do poważnych chorób [2, 3].


Skup się na dynamice membrany

Błony komórkowe u eukariontów są strukturami dynamicznymi, co jest kluczową właściwością ich roli w wielu procesach komórkowych. W tym numerze przedstawiamy serię artykułów przeglądowych, które podkreślają ostatnie zmiany w handlu błoną śluzową i zapewniają przegląd znaczenia zdarzeń związanych z handlem ludźmi w rozwoju i chorobie.

Białka i lipidy podążają wyznaczonymi szlakami ruchu w komórce. Powstające białka przemieszczają się z retikulum endoplazmatycznego (ER) do aparatu Golgiego i dalej do swoich ostatecznych miejsc docelowych w komórkach, podczas gdy białka plazma-błonowe są internalizowane, a następnie degradowane lub zawracane z powrotem do błony. Endocytoza za pośrednictwem klatryny jest głównym mechanizmem internalizacji białek powierzchniowych komórek, a u drożdży poczyniono wiele fundamentalnych postępów w zrozumieniu tego kluczowego szlaku transportu. Sandra Lemmon i współpracownicy przeglądają proces endocytozy za pośrednictwem klatryny w drożdżach i omawiają podobieństwa i różnice między tym procesem w komórkach drożdży i ssaków.

Wiele nośników transportowych jest otoczonych białkami otoczki, którym przypisano różne role, od zginania lub stabilizacji zdeformowanych błon po rekrutację ładunku i adaptera. W szlaku sekrecyjnym drożdży, transport między ER i aparatem Golgiego odbywa się za pośrednictwem pęcherzyków pokrytych COPII, a zachowana maszyneria COPII również wspiera przemieszczanie się z ER w układach ssaków. Randy Schekman i współpracownicy omawiają ostatnie postępy w transporcie za pośrednictwem COPII u ssaków, w tym proces tworzenia nośnika COPII oraz regulację i funkcję miejsc wyjścia z ER, gdzie te nośniki są generowane.

Cytoszkielet aktynowy reguluje dynamikę błony, powodując jej deformację, sprzyjając wkłuciu, kanalikom i rozerwaniu nośników transportowych w szlakach wydzielniczych i endocytarnych. Ślady cytoszkieletu wspierają następnie transport tych nośników za pomocą silnika. Mihaela Anitei i Bernard Hoflack omawiają, w jaki sposób cytoszkielet i maszyneria przemytu koordynują biogenezę i transport nośników transportowych.

Peter Cullen i Hendrik Korswagen nakreślają wiele ról sortowania neksyn w sieci endocytowej. Neksyny sortujące są kluczowymi składnikami kompleksu retromeru, który ratuje zinternalizowane białka przed degradacją lizosomalną poprzez kierowanie ich na wsteczny szlak przemieszczania się między endosomem a aparatem Golgiego. Jako część kompleksu retromeru sugerowano, że wieloaspektowe sortujące białka neksyny zginają błony i rekrutują ładunek, wspierając ich kluczową rolę w kilku procesach rozwojowych.

Mechanizm ESCRT reguluje biogenezę ciał wielopęcherzykowych, przedziałów pośrednich w szlaku endocytarnym, które ułatwiają sortowanie białek przeznaczonych do degradacji przez proteolizę lizosomalną. Pojawiające się dowody wskazują również na ważną rolę kompleksów ESCRT w rozwoju. Harald Stenmark i współpracownicy przeglądają ostatnie dane, które wskazują na znaczenie ESCRT w regulacji polaryzacji, autofagii i innych procesów komórkowych.

To wydanie Focus na dynamikę błon oferuje wyjątkową perspektywę aparatu komórkowego zaangażowanego w szlaki wydzielnicze i endocytarne oraz przedstawia aktualny pogląd na przecięcie dynamiki błon i innych podstawowych procesów komórkowych. Towarzysząca biblioteka internetowa prezentująca wybrane artykuły naukowe i recenzje z Biologia komórki natury i inne czasopisma Nature można znaleźć na stronie głównej Focus on Membrane dynamics. Z przyjemnością przedstawiamy tę serię artykułów przeglądowych naszym czytelnikom i dziękujemy naszym autorom i recenzentom za ich wkład.


Wstęp

Fagocytarna oksydaza NADPH wytwarza reaktywne formy tlenu (ROS), które są kluczowe w zabijaniu patogenów podczas fagocytozy. Oksydaza NADPH jest wielopodjednostkowym enzymem składającym się z kilku składników błonowych i cytozolowych, flawocytochromu b558 (NOX2) i p22 phox w błonach oraz podjednostki cytozolowe (p47 phox, p67 phox i p40 phox) oraz mała GTPaza Rac. Podczas fagocytozy podjednostki cytozolowe i Rac łączą się z podjednostkami błonowymi. Ta translokacja umożliwia przepływ elektronów z NADPH w cytozolu do tlenu w fagosomie, przez katalityczną podjednostkę NOX2, prowadząc do produkcji anionu ponadtlenkowego, który jest prekursorem innych typów ROS (Nunes i wsp., 2013 Valenta i wsp., 2020 ). Brak funkcjonalnej oksydazy NADPH, takiej jak w przewlekłej chorobie ziarniniakowej, powoduje zagrażające życiu infekcje bakteriami i grzybami (O’Neill et al., 2015). Tak więc produkcja ROS jest niezbędna do odpowiedzi immunologicznej przeciwko wielu patogenom. NOX2 tworzy heterodimer z p22 phox w retikulum endoplazmatycznym. Tworzenie heterodimeru jest niezbędne do jego przemieszczania się w aparatach Golgiego, gdzie NOX2 jest dalej glikozylowany (DeLeo i wsp., 2000). W neutrofilach heterodimer jest zlokalizowany w błonie komórkowej, w ziarnistościach swoistych i żelatynazy oraz w pęcherzykach wydzielniczych (Borregaard i wsp., 1983 Lominadze i wsp., 2005). W makrofagach heterodimer jest obecny w błonie komórkowej oraz w endosomach Rab5 i Rab11-dodatnich (Casbon et al., 2009). Ponieważ wczesne i zawracające endosomy łączą się z fagosomami podczas fagocytozy (Niedergang i wsp., 2003 Pauwels i wsp., 2017), mogą one dodawać nowe heterodimery do błony fagosomalnej.

W celu zbadania, czy szlak endosomalny przyczynia się do wzbogacenia w fagosomalne NOX2 w neutrofilach, tak jak w makrofagach, użyliśmy podobnych do neutrofili komórek PLB-985, które nie wyrażają ani swoistych ziarnistości żelatynazy, ani pęcherzyków wydzielniczych (Pivot-Pajot i wsp., 2010 Rincón i in., 2018). Po pierwsze, stosując obrazowanie na żywo i linię komórkową X0-CGD PLB-985 eksprymującą GFP-NOX2 (van Manen i wsp., 2008), zaobserwowaliśmy wzrost fagosomalnego NOX2 po zamknięciu fagosomalnym. Badania immunofluorescencyjne wykazały, że komórki PLB-985, jak również pierwotne ludzkie neutrofile, zawierały wczesne i wtórne endosomy pozytywne dla NOX2. Podczas fagocytozy endosomy te pozostawały w bliskim kontakcie z fagosomem, co sugeruje, że mogą przyczyniać się do fagosomalnego wzmocnienia NOX2. Ponadto, stosując bezpośrednią stochastyczną mikroskopię o rozdzielczości optycznej (dSTORM) w konfiguracji mikroskopii fluorescencyjnej z całkowitym wewnętrznym odbiciem (TIRFM), zaobserwowaliśmy, że NOX2 tworzy dyskretne klastry podczas sfrustrowanej fagocytozy. Liczba klastrów wzrosła podczas fagocytozy w komórkach PLB-985 WT, ale nie w komórkach PLB-985 NCF1ΔGT, które nie posiadają funkcjonalnej oksydazy z powodu braku p47 phox (Wrona i wsp., 2017). Dane te sugerują, że obecność aktywności oksydazy p47 phox i/lub NADPH wyzwala dodatnie sprzężenie zwrotne z rekrutacją pęcherzyków NOX2-dodatnich.


Huber, R., Römisch, J. & Paques, EP. Struktura krystaliczna i molekularna ludzkiej aneksyny V, antykoagulant wapnia, białko wiążące błonę. EMBO J. 9, 3867–3874 (1990). Pierwsza struktura krystaliczna aneksyny (aneksyny A5) pokazuje charakterystyczne fałdowanie rdzenia aneksyny.

Liemann, S. i Lewit-Bentley, A. Aneksyny: nowa rodzina białek wiążących wapń i błonę w poszukiwaniu funkcji. Struktura 3, 233–237 (1995).

Swairjo, MA i Seaton, BA Struktura aneksyny i interakcje błonowe: perspektywa molekularna. Annu. Ks. Biomol. Struktura. 23, 193–213 (1994).

Shairjo, M.A., Concha, NO, Kaetzel, M.A., Dedman, J.R. i Seaton, BA Ca2+ - mechanizm mostkowy i rozpoznawanie fosfolipidowej grupy głowy w białkowej aneksynie V wiążącej błonę. Struktura natury. Biol. 2, 968–974 (1995).

Huber, R., Schneider, M., Mayr, I., Römisch, J. & Paques, E.P. Miejsca wiązania wapnia w ludzkiej aneksynie V przez analizę struktury krystalicznej przy rozdzielczości 2,0 Å. FEBS Lett. 275, 15–21 (1990).

Weng, X. i in. Struktura krystaliczna ludzkiej aneksyny I w rozdzielczości 2,5 Å. Białko Sci. 2, 448–458 (1993).

Concha, NO, Head, J.F., Kaetzel, M.A., Dedman, J.R. & Seaton, BA Rat Struktura kryształu aneksyny V: zmiany konformacyjne wywołane Ca2+. Nauki ścisłe 261, 1321–1324 (1993).

Lewit-Bentley, A., Morera, S., Huber, R. i Bodo, G. Wpływ wiązania metali na strukturę aneksyny V i implikacje dla wiązania błon. Eur. J. Biochem. 210, 73–77 (1992).

Wice, BM & Gordon, JI Strategia izolacji cDNA kodujących białka wpływające na wzrost i różnicowanie ludzkich komórek nabłonka jelitowego: charakterystyka nowego specyficznego dla jelita n-mirystoilowana aneksyna. J. Cell Biol. 116, 405–422 (1992).

Langen, R., Isas, J.M., Hubbel, W.L. i Haigler, H.T. Transbłonowa postać aneksyny XII wykryta za pomocą ukierunkowanego znakowania spinu. Proc. Natl Acad. Nauka. USA 95, 14060–14065 (1998). W tym badaniu wykorzystano podejście do znakowania spinów specyficzne dla miejsca, aby opisać transbłonową postać Hydra aneksyna B12, która ma wynikać z przegrupowania konformacyjnego indukowanego przez kwaśne wartości pH.

Kubista, H., Hawkins, T.E., Patel, DR, Haigler, HT & Moss, SE Aneksyna 5 pośredniczy w indukowanym nadtlenkiem napływie Ca2+ w komórkach B. Aktualn. Biol. 9, 1403–1406 (1999).

Huber, R., Berendes, R., Burger, A., Luecke, H. i Karshikov, A. w Aneksy (red. Moss, S.E.) 105–124 (Portland, Londyn, 1992).

Rosengarth, A. i Luecke, H. Napędzany wapniem przełącznik konformacyjny N-końcowych i rdzeniowych domen aneksyny A1. J. Mol. Biol. 326, 1317–1325 (2003).

Gerke, V. & Moss, SE Annexins: od struktury do funkcji. Fiz. Obrót silnika. 82, 331–371 (2002).

Rety, S. i in. Struktura krystaliczna kompleksu p11 z N-końcowym peptydem aneksyny II. Struktura natury. Biol. 6, 89–95 (1999).

Rety, S. i in. Strukturalna podstawa zależnego od Ca 2+ związku między S100C (S100A11) a jego celem, N-końcową częścią aneksyny I. Struktura 8, 175–184 (2000).

Lewit-Bentley, A., Rety, S., Sopkova-de Oliveira Santos, J. & Gerke, V. S100-kompleksy aneksyny: niektóre spostrzeżenia z badań strukturalnych. Biol. wewn. 24, 799–802 (2000).

Moss, SE & Morgan, RO Aneksyny. Biol genomowy. 5, 219 (2004).

Avila-Sakar, AJ, Creutz, CE i Kretsinger, RH Struktura krystaliczna aneksyny VI bydlęcej w stanie związanym z wapniem. Biochim. Biofizyka. Acta 1387, 103–116 (1998).

Avila-Sakar, AJ, Kretsinger, RH i Creutz, CE Struktury 3D związane z błoną ujawniają wewnętrzną elastyczność aneksyny VI. J. Strukt. Biol. 130, 54–62 (2000).

Freye-Miks, C., Kretsinger, RH i Creutz, CE. Zmiany strukturalne i dynamiczne w ludzkiej aneksynie VI indukowane przez mutację naśladującą fosforylację, T356D. Biochemia 42, 620–630 (2003).

Kaetzel, M.A. i in. Mutanty fosforylacji wyjaśniają mechanizm agregacji błony za pośrednictwem aneksyny IV. Biochemia 40, 4192–4199 (2001).

Oling, F. i in. Struktura trimerów A5 związanych z błoną: badanie hybrydowej krio-EM-krystalografii rentgenowskiej. J. Mol. Biol. 304, 561–573 (2000).

Pigault, C., Follenius, W.A., Schmutz, M., Freyssinet, JM i Brisson, A. Tworzenie dwuwymiarowych macierzy aneksyny V na liposomach zawierających fosfatydyloserynę. J. Mol. Biol. 236, 199–208 (1994).

Voges, D. i in. Trójwymiarowa struktura związanej z błoną aneksyny V. Korelacyjna mikroskopia elektronowa – badanie krystalografii rentgenowskiej. J. Mol. Biol. 238, 199–213 (1994).

Reviakine, I., Bergsma-Schutter, W. i Brisson, A. Wzrost kryształów białka 2-D na obrazowanych płaskich dwuwarstwach lipidowych na miejscu przez AFM. J. Strukt. Biol. 121, 356–361 (1998). Używając mikroskopii elektronowej i mikroskopii sił atomowych, literatura 24-26 ujawnia tworzenie uporządkowanych macierzy aneksyny A5 na płaskich dwuwarstwach lipidowych, które zawierają kwaśne fosfolipidy.

Kenis, H. i in. Wyrażana na powierzchni komórki fosfatydyloseryna i aneksyna A5 otwierają nowy portal wejścia do komórki. J. Biol. Chem. 279, 52623–52629 (2004).

Janshoff, A., Ross, M., Gerke, V. i Steinem, C. Wizualizacja wiązania aneksyny I z domenami fosfatydyloseryny indukowanymi wapniem. Chembiochem. 2, 587–590 (2001).

Menke, M., Ross, M., Gerke, V. & Steinem, C. Molekularny układ tetrameru aneksyny A2-S100A10 związanego z błoną, jak ujawniono za pomocą mikroskopii sił skaningowych. Chembiochem 5, 1003–1006 (2004).

Junker, M. & amp Creutz, CE Endonexin (załącznik IV) za pośrednictwem bocznej segregacji fosfatydyloglicerolu w błonach fosfatydyloglicerolu / fosfatydylocholiny. Biochemia 32, 9968–9974 (1993).

Wang, W. i Creutz, CE Rola domeny końca aminowego w regulowaniu interakcji aneksyny I z błonami: skutki skrócenia końca aminowego i mutagenezy miejsc fosforylacji. Biochemia 33, 275–282 (1994).

Drust, DS i Creutz, CE Agregacja granulek chromafiny przez kalpaktynę na mikromolowym poziomie wapnia. Natura 331, 88–91 (1988).

Lambert, O., Gerke, V., Bader, MF, Porte, F. i Brisson, A. Analiza strukturalna połączeń utworzonych między błonami lipidowymi a kilkoma aneksynami za pomocą mikroskopii krioelektronowej. J. Mol. Biol. 272, 42–55 (1997).

Creutz, CE, Snyder, SL, Daigle, SN & Redick, J. Identyfikacja, lokalizacja i funkcjonalne implikacje obfitej aneksyny nicieni. J. Cell Biol. 132, 1079–1092 (1996). Niniejsze badanie opisuje identyfikację głównych C. elegans aneksyna, NEX-1, i jej uderzające wzbogacenie na cytoplazmatycznej powierzchni błon zastawki nasiennej.

Daigle, SN i Creutz, CE Transkrypcja, biochemia i lokalizacja aneksyn nicieni. J. Celi Sci. 112, 1901–1913 (1999).

Wang, W. & Creutz, CE Regulacja aktywności agregacji ziarnistości chromafiny aneksyny I przez fosforylację. Biochemia 31, 9934–9939 (1992).

Johnstone, SA, Hubaishy, ​​I. & Waisman, D.M. Fosforylacja tetrameru aneksyny II przez kinazę białkową C hamuje agregację pęcherzyków lipidowych przez białko. J. Biol. Chem. 267, 25976–25981 (1992).

Caohuy, H. & Pollard, H.B. Aktywacja aneksyny 7 przez kinazę białkową C in vitro oraz in vivo. J. Biol. Chem. 276, 12813–12821 (2001).

Merrifield, C.J. i in. Pęcherzyki endocytarne poruszają się na końcach ogonków aktynowych w hodowanych komórkach tucznych. Natura Komórka Biol. 1, 72–74 (1999).

Merrifield, C.J. i in. Aneksyna 2 odgrywa zasadniczą rolę w powstawaniu rakiety makropinocytowej na bazie aktyny. Aktualn. Biol. 11, 1136–1141 (2001).

Zobieack, N. i in. Przyleganie do powierzchni komórek cokołu tworzące enteropatogenne E coli indukuje grupowanie się składników tratwy i rekrutację aneksyny 2. J. Celi Sci. 115, 91–98 (2002).

Hayes, M.J. i in. Wiązanie aneksyny 2 z 4,5-bisfosforanem fosfatydyloinozytolu na pęcherzykach endocytowych jest regulowane przez szlak odpowiedzi na stres. J. Biol. Chem. 279, 14157–14164 (2004).

Rescher, U., Ruhe, D., Ludwig, C., Zobiack, N. i Gerke, V. Aneksyna 2 jest białkiem wiążącym fosfatydyloinozytol (4,5)-bisfosforan rekrutowany do miejsc gromadzenia aktyny w błonach komórkowych. J. Celi Sci. 117, 3473–3480 (2004).

Rescher, U. & Gerke, V. Annexins — unikalne białka wiążące błonę o różnych funkcjach. J. Celi Sci. 117, 2631–2639 (2004).

Hayes, MJ, Rescher, U., Gerke, V. & Moss, SE Interakcje aneksyna-aktyna. Ruch drogowy 5, 571–576 (2004).

Babiychuk, E. B. i Draeger, A. Aneksyny w dynamice błony komórkowej: Ca 2+ - regulowane asocjacja mikrodomen lipidowych. J. Cell Biol. 150, 1113–1123 (2000).

Tomas, A., Futter, C. i Moss, S.E. Aneksyna 11 jest wymagana do tworzenia ciała środkowego i zakończenia końcowej fazy cytokinezy. J. Cell Biol. 165, 813–822 (2004). Wykorzystując interferencję RNA do obniżania poziomu aneksyny A11, autorzy ci wykazali, że ta aneksyna działa w końcowej fazie cytokinezy, prawdopodobnie uczestnicząc w dostarczaniu nowego materiału błonowego wymaganego do odcięcia.

Gerke, V. & Moss, SE Aneksyny i dynamika membran. Biochim. Biofizyka. Acta 1357, 129–154 (1997).

Eberhard, DA, Karns, LR, VandenBerg, SR i Creutz, CE Kontrola podziału jądrowo-cytoplazmatycznego aneksyny II przez sygnał eksportu jądrowego i wiązanie p11. J. Celi Sci. 114, 3155–3166 (2001).

Mohiti, J., Caswell, AM i Walker, JH Jądrowa lokalizacja aneksyny V w linii komórkowej ludzkiego kostniakomięsaka MG-63 zależy od czynników surowicy i szlaków sygnałowych kinazy tyrozynowej. Do potęgi. Komórka Res. 234, 98–104 (1997).

Sacre, SM i Moss, SE Wewnątrzkomórkowa lokalizacja aneksyn komórek śródbłonka jest różnie regulowana przez stres oksydacyjny. Do potęgi. Komórka Res. 274, 254–263 (2002).

Mizutani, A. i in. CAP-50, nowo zidentyfikowana aneksyna, lokalizuje się w jądrach hodowanych komórek fibroblastów 3Y1. J. Biol. Chem. 267, 13498–13504 (1992).

Tomas, A. i Moss, S.E. Zależne od cyklu wapniowego i komórkowego powiązanie aneksyny 11 z otoczką jądrową. J. Biol. Chem. 278, 20210–20216 (2003).

Vedeler, A. i Hollas, H. Aneksyna II jest związana z mRNA, które może stanowić odrębną subpopulację. Biochem. J. 348, 565–572 (2000).

Filipenko, NR, Macleod, TJ, Yoon, CS i Waisman, DM Aneksyna A2 jest nowym białkiem wiążącym RNA. J. Biol. Chem. 279, 8723–8731 (2004).

Chapman, LP, Epton, MJ, Buckingham, JC, Morris, JF i Christian, HC Dowody na rolę transportera A1 wiążącego 5'-trifosforan adenozyny w eksternalizacji aneksyny I z komórek gwiaździstych przysadki. Endokrynologia 144, 1062–1073 (2003).

Danielsen, EM, Van Deurs, B. & Hansen, GH „Nieklasyczne” wydzielanie aneksyny A2 po stronie światła błony rąbka szczoteczkowego enterocytów. Biochemia 42, 14670–14676 (2003).

Faure, AV, Migne, C., Devilliers, G. i Ayala-Sanmartin, J. „Wydzielanie” aneksyny 2 towarzyszące egzocytozie komórek chromochłonnych: możliwe mechanizmy uwalniania aneksyny. Do potęgi. Komórka Res. 276, 79–89 (2002).

Genge, BR, Wu, LN i Wuthier, RE Różnicowe frakcjonowanie białek pęcherzyków macierzy. Dalsza charakterystyka kwaśnych, zależnych od fosfolipidów białek wiążących Ca2+. J. Biol. Chem. 265, 4703–4710 (1990).

Deora, AB, Kreitzer, G., Jacovina, AT i Hajjar, KA Przełącznik fosforylacji aneksyny 2 pośredniczy w zależnej od p11 translokacji na powierzchnię komórki. J. Biol. Chem. 279, 43411–43418 (2004).

Creutz, CE Aneksyny i egzocytoza. Nauki ścisłe 258, 924–931 (1992).

Creutz, CE, Pazoles, CJ i Pollard, H.B. Identyfikacja i oczyszczanie białka rdzeniowego nadnerczy (syneksyny), które powoduje zależną od wapnia agregację granulek chromafiny. J. Biol. Chem. 253, 2858–2866 (1978). Dokument założycielski całego obszaru aneksyny, który opisuje pierwszą identyfikację aneksyny (syneksyny znanej obecnie jako aneksyna A7). Raportuje również aktywność charakterystyczną dla tej aneksyny — Ca 2+ -zależna agregacja pęcherzyków.

Creutz, CE in Aneksyny: znaczenie biologiczne i patologie związane z aneksyną (red. Bandorowicz-Pikula, J.) 1–20 (Landes Bioscience, Georgetown, 2003).

Creutz, C.E. i in. Identyfikacja białek wiążących granulki chromafinowe. J. Biol. Chem. 262, 1860–1868 (1987).

Creutz, CE Cis-nienasycone kwasy tłuszczowe indukują fuzję granulek chromafiny agregowanych przez syneksynę. J. Cell Biol. 91, 247–256 (1981).

Weber, T. i in. SNAREpins: minimalna maszyna do fuzji błon. Komórka 92, 759–772 (1998).

Ali, SM, Geisow, MJ & Burgoyne, RD Rola kalpaktyny w egzocytozie zależnej od wapnia w komórkach chromochłonnych nadnerczy. Natura 340, 313–315 (1989).

Sarafian, T., Pradel, LA, Henry, JP, Aunis, D. i Bader, MF Udział aneksyny II (kalpaktyny I) w egzocytozie wywołanej wapniem wymaga kinazy białkowej C. J. Cell Biol. 114, 1135–1147 (1991).

Chasserot-Golaz, S. i in. Aneksyna II w egzocytozie: wydzielanie katecholamin wymaga transolacji p36 do regionu subplazmalemalnego w komórkach chromochłonnych. J. Cell Biol. 133, 1217–1236 (1996).

Graham, ME, Gerke, V. & Burgoyne, RD. Modyfikacja ekspresji aneksyny II w linii komórkowej PC12 nie wpływa na egzocytozę zależną od Ca2+. Mol. Biol. Komórka 8, 431–442 (1997).

König, J., Prenen, J., Nilius, B. & Gerke, V. Kompleks aneksyny II-p11 bierze udział w regulowanej egzocytozie w komórkach śródbłonka tętnicy płucnej bydła. J. Biol. Chem. 273, 19679–19684 (1998).

Knop, M., Aareskjold, E., Bode, G. & Gerke, V. Rab3D i aneksyna A2 odgrywają rolę w regulowanym wydzielaniu vWF, ale nie tPA, z komórek śródbłonka. EMBO J. 23, 2982–2992 (2004). Przy użyciu różnych podejść, pozycje literatury 67, 68 i 72 pokazują, że kompleks aneksyna-A2–S100A10 bierze udział w pewnych zdarzeniach egzocytozy, a mianowicie Ca 2+ -wywołano egzocytozę ziarnistości chromochłonnych w nadnerczowych komórkach chromochłonnych i ciał Weibel-Palade w komórkach śródbłonka.

Lafont, F., Lecat, S., Verkande, P. & Simons, K. Aneksyna XIIIb wiąże się z mikrodomenami lipidowymi, aby funkcjonować w dostarczaniu dowierzchołkowym. J. Cell Biol. 142, 1413–1427 (1998). Elegancki artykuł pokazujący, że w spolaryzowanych komórkach nabłonkowych mirystoilowana forma aneksyny A13b działa w tworzeniu i dostarczaniu do wierzchołka pęcherzyków transportowych, które są bogate w mikrodomeny lipidowe.

Tucker, WC, Weber, T. & Chapman, ER Reconstitution of Ca2+-regulowana fuzja błonowa przez synaptotagminę i SNARE. Nauki ścisłe 304, 435–438 (2004).

Damer, CK i Creutz, CE Synergiczne interakcje błonowe dwóch domen C2 synaptotagminy. J. Biol. Chem. 269, 31115–31123 (1994).

Emans, N. i in. Aneksyna II jest głównym składnikiem fuzogennych pęcherzyków endosomalnych. J. Cell Biol. 120, 1357–1369 (1993).

Harder, T. i Gerke, V. Na rozkład subkomórkowy wczesnych endosomów wpływa kompleks aneksyny II2p112. J. Cell Biol. 123, 1119–1132 (1993).

Jost, M., Zeuschner, D., Seemann, J., Weber, K. & Gerke, V. Identyfikacja i charakterystyka nowego typu interakcji aneksyna-błona: Ca 2+ nie jest wymagany do powiązania aneksyny II z błony endosomalne. J. Celi Sci. 110, 221–228 (1997).

Seemann, J., Weber, K., Osborn, M., Parton, RG i Gerke, V. Połączenie aneksyny I z wczesnymi endosomami jest regulowane przez Ca2+ i wymaga nienaruszonej domeny N-końcowej. Mol. Biol. Komórka 7, 1359–1374 (1996).

Mayran, N., Parton, RG i Gruenberg, J. Aneksyna II reguluje biogenezę wielopęcherzykowego endosomu na ścieżce degradacji komórek zwierzęcych. EMBO J. 22, 3242–3253 (2003).

Gruenberg, J. i Stenmark, H. Biogeneza endosomów wielopęcherzykowych. Natura ks. Mol. Biol. 5, 317–323 (2004).

Zobieack, N., Rescher, U., Ludwig, C., Zeuschner, D. i Gerke, V. Kompleks aneksyny 2/S100A10 kontroluje dystrybucję endosomów recyklingowych zawierających receptor transferyny. Mol. Biol. Komórka 14, 4896–4908 (2003). W piśmiennictwie 80 i 82 wykorzystano deplecję aneksyny A2 za pośrednictwem interferencji RNA, aby wykazać, że białko to jest zaangażowane we wczesną dynamikę endosomów — to znaczy odpowiednio w utrzymywaniu morfologicznego wyglądu endosomów zawracających oraz w biogenezie endosomów wielopęcherzykowych.

Harder, T., Kellner, R., Parton, RG i Gruenberg, J. Specyficzne uwalnianie związanej z błoną aneksyny II i korowych elementów cytoszkieletu przez sekwestrację cholesterolu błonowego. Mol. Biol. Komórka 8, 533–545 (1997).

Zeuschner, D., Stoorvogel, W. & Gerke, V. Połączenie aneksyny 2 z endosomami z recyklingu wymaga wapnia lub cholesterolu. Eur. J. Cell Biol. 80, 499–507 (2001).

Futter, CE, Felder, S., Schlessinger, J., Ullrich, A. i Hopkins, CR Aneksyna I jest fosforylowana w ciele wielopęcherzykowym podczas przetwarzania receptora naskórkowego czynnika wzrostu. J. Cell Biol. 120, 77–83 (1993).

Bache, K. G., Brech, A., Mehlum, A. i Stenmark, H. Hrs reguluje tworzenie ciał wielopęcherzykowych poprzez rekrutację ESCRT do endosomów. J. Cell Biol. 162, 435–442 (2003).

Kamal, A., Ying, Y. & Anderson, R.G. Utrata spektryny, w której pośredniczy aneksyna VI podczas pączkowania pokrytych jamek, jest połączona z dostarczaniem LDL do lizosomów. J. Cell Biol. 142, 937–947 (1998).

Grewal, T. i in. Aneksyna VI stymuluje endocytozę i bierze udział w przenoszeniu LDL do przedziału przedlizosmalnego. J. Biol. Chem. 275, 33806–33813 (2000).

Pons, M. i in. Dowody na udział aneksyny 6 w transporcie między przedziałem endocytarnym a lizosomami. Do potęgi. Komórka Res. 269, 13–22 (2001).

Kaetzel, M. A. i Dedman, J. R. Regulacja czynności serca za pomocą aneksyny VI. Biochem. Biofizyka. Res. Komunia. 322, 1171–1177 (2004).

Smythe, E., Smith, P.D., Jacob, SM, Theobald, J. & Moss, S.E. Endocytoza występuje niezależnie od aneksyny VI w ludzkich komórkach A431. J. Cell Biol. 124, 301–306 (1994).

Matveev, S., Uittenbogaard, A., van Der Westhuyzen, D. & Smart, EJ Caveolin-1 negatywnie reguluje selektywny wychwyt estru cholesterolu pochodzącego z lipoprotein o dużej gęstości, w którym pośredniczy SR-BI. Eur. J. Biochem. 268, 5609–5916 (2001).

Uittenbogaard, A., Everson, WV, Matveev, SV i Smart, EJ Cholesteryl ester jest transportowany z kaweoli do błon wewnętrznych jako część kompleksu lipidowo-białkowego kaweolina-aneksyna II. J. Biol. Chem. 277, 4925–4931 (2002).

Smart, EJ, De Rose, RA i Farber, SA Kompleks aneksyny 2-caveolin 1 jest celem ezetymibu i reguluje transport cholesterolu w jelitach. Proc. Natl Acad. Nauka. USA 101, 3450–3455 (2004). Opisuje udział kompleksu aneksyna-A2-kaweolina-1 w jelitowym transporcie steroli.

Raynal, P. i Pollard, H. B. Aneksyny: problem oceny biologicznej roli rodziny genów wielofunkcyjnych białek wiążących wapń i fosfolipidy. Biochim. Biofizyka. Acta 1197, 63–93 (1994). Kompleksowy przegląd aneksyn, który podsumowuje między innymi ich właściwości biochemiczne – w szczególności ich Ca 2+ - i powinowactwa wiązania fosfolipidów.

Berendes, R., Voges, D., Demange, P., Huber, R. i Burger, A. Analiza struktura-funkcja filtra selektywności kanału jonowego w ludzkiej aneksynie V. Nauki ścisłe 262, 427–430 (1993).

Demange, P. i in. Aneks V: klucz do zrozumienia selektywności jonowej i regulacji napięcia? Trendy Biochem. Nauka. 19, 272–276 (1994).

Nilius, B. i in. Aneksyna II moduluje aktywowane objętościowo prądy chlorkowe w komórkach śródbłonka naczyniowego. J. Biol. Chem. 271, 30631–30636 (1996).

Okuse, K. i in. Lekki łańcuch aneksyny II reguluje ekspresję kanałów sodowych specyficznych dla neuronów czuciowych. Natura 417, 653–656 (2002).

Girard, C. i in. p11, podjednostka aneksyny II, białko pomocnicze związane z podstawowym kanałem K+, TASK-1. EMBO J. 21, 4439–4448 (2002).

van de Graaf, S.F. i in. Funkcjonalna ekspresja nabłonkowych kanałów Ca2+ (TRPV5 i TRPV6) wymaga połączenia kompleksu S100A10–aneksyna 2. EMBO J. 22, 1478–1487 (2003).

Flower, RJ i Rothwell, NJ Lipocortin-1: mechanizmy komórkowe i znaczenie kliniczne. Trendy Pharmacol. Nauka. 15, 71–76 (1994).

John, CD i in. Aneksyna 1 i regulacja funkcji hormonalnej. Trendy Endokrynol. Metab. 15, 103–109 (2004).

Perretti, M. i Gavins, F.N. Annexin 1: endogenne białko przeciwzapalne. Aktualności Fizjol. Nauka. 18, 60–64 (2003).

Perretti, M. & Flower, RJ Annexin 1 i biologia neutrofili. J. Leukoc. Biol. 76, 25–29 (2004). Doskonały przegląd autorstwa dwóch kluczowych badaczy, którzy pracują nad przeciwzapalnym działaniem aneksyny A1.

Walther, A., Riehemann, K. i Gerke, V. Nowy ligand receptora peptydu formylowego: aneksyna I reguluje wynaczynienie neutrofili poprzez interakcję z FPR. Mol. Komórka 5, 831–840 (2000). W tym artykule po raz pierwszy pokazano, że aneksyna A1 działa jako endogenny ligand FPR.

Perretti, M., Getting, SJ, Solito, E., Murphy, PM i Gao, JL Zaangażowanie receptora dla formylowanych peptydów w in vivo antymigracyjne działanie aneksyny 1 i jej mimetyków. Jestem. J. Pathol. 158, 1969–1973 (2001).

Perretti, M. i in. Endogenne szlaki przeciwzapalne pochodzące z lipidów i peptydów generowane przez leczenie glikokortykoidami i aspiryną aktywują receptor lipoksyny A4. Natura Med. 8, 1296–1302 (2002).

Ernst, S. i in. N-końcowy peptyd aneksyny 1 aktywuje leukocyty przez wyzwalanie różnych członków rodziny receptorów formylowych peptydów. J. Immunol. 172, 7669–7676 (2004). Odnośniki 108 i 109 pokazują, że aneksyna A1 działa również jako agonista receptorów podobnych do FPR FPRL1 i FPRL2.

Prossnitz, ER i amp Ye, RD The n-receptor peptydu formylowego: model do badania struktury i funkcji receptora chemoatraktantów. Pharmacol. Tam. 74, 73–102 (1997).

Gavins, FN, Yona, S., Kamal, AM, Flower, RJ & Perretti, M. Leukocyte antyadhezyjne działanie aneksyny 1: Mechanizmy przeciwzapalne związane z ALXR i FPR. Krew 101, 4140–4147 (2003).

Hannon, R. i in. Nieprawidłowy stan zapalny i oporność na glikokortykoidy u myszy z aneksyną 1-/-. FASEB J. 17, 253–255 (2003). Ujawnia nieprawidłowe reakcje zapalne i podwyższoną oporność na leczenie glikokortykoidami u myszy bez aneksyny A1.

Yang, Y.H. i in. Modulacja stanu zapalnego i odpowiedź na deksametazon przez aneksynę-1 w zapaleniu stawów wywołanym antygenem. Zapalenie stawów. 50, 976–984 (2004).

Rescher, U., Danielczyk, A., Markoff, A. i Gerke, V. Funkcjonalna aktywacja receptora peptydu formylowego przez nowy endogenny ligand w ludzkich komórkach płuc A549. J. Immunol. 169, 1500–1504 (2002).

Solito, E. i in. Nowe, zależne od wapnia, proapoptotyczne działanie aneksyny 1 na ludzkie neutrofile. FASEB J. 17, 1544–1546 (2003).

Arur, S. i in. Aneksyna I jest endogennym ligandem, który pośredniczy w apoptotycznym pochłonięciu komórek. Odw. Komórka 4, 587–598 (2003).

Och, P. i in. Subtraktywne mapowanie proteomiczne powierzchni śródbłonka w guzach płuc i guzach litych do terapii tkankowo-specyficznej. Natura 429, 629–635 (2004).

Kim, J. i Hajjar, KA Annexin II: koreceptor plazminogen-aktywator plazminogenu. Z przodu. Biosci. 7, d341–d348 (2002).

Ling, Q. i in. Aneksyna II reguluje homeostazę fibryny i neoangiogenezę in vivo. J. Clin. Inwestować. 113, 38–48 (2004). Wykorzystuje ablację genu u myszy, aby pokazać, że aneksyna A2 uczestniczy w fibrynolizie i neoangiogenezie.

Sullivan, DM, Wehr, NB, Fergusson, MM, Levine, RL i Finkel, T. Identyfikacja białek wrażliwych na utleniacze: TNF-α indukuje glutationowanie białek. Biochemia 39, 11121–11128 (2000).

Rowan, WH III, Sun, P. i Liu, L. Nitration of Annexin II tetramer. Biochemia 41, 1409–1420 (2002).

Hajjar, KA i Jacovina, AT Modulacja aneksyny II przez homocysteinę: implikacje dla zakrzepicy miażdżycowej. J. Dochodzenie. Med. 46, 364–369 (1998).

Ghitescu, L.D., Gugliucci, A. & Dumas, F. Actin i aneksyny I i II należą do głównych białek związanych ze śródbłonkiem osocza, tworzących wczesne addukty glukozy w doświadczalnej cukrzycy. Cukrzyca 50, 1666–1674 (2001).

Rand, JH. Zakłócenie za pośrednictwem przeciwciał antyfosfolipidowych tarczy przeciwzakrzepowej aneksyny V: mechanizm trombogenetyczny dla zespołu antyfosfolipidowego. J. Autoimmunologiczny. 15, 107–111 (2000).

Kretsinger, RH Struktura i ewolucja białek modulowanych wapniem. CRC Kryt. Ks. Biochem. 8, 119–174 (1980).

Jahn, R., Lang, T. & Sudhof, T.C. Fuzja membran. Komórka 112, 519–533 (2003).

Huber, R. i in. Struktura krystaliczna i molekularna ludzkiej aneksyny V po doprecyzowaniu. Implikacje dla struktury, wiązania błony i tworzenia kanałów jonowych rodziny białek aneksynowych. J. Mol. Biol. 223, 683–704 (1992).

Burger, A. i in. Struktura krystaliczna i aktywność kanałów jonowych ludzkiej aneksyny II, białka błony obwodowej. J. Mol. Biol. 257, 839–847 (1996).

Sopkova-de Oliveira Santos, J. i in. Oddziaływania białko S100 – aneksyna: model kompleksu heterotetrameru (Anx2–p11)2. Biochim. Biofizyka. Acta 1498, 181–191 (2000).

Oling, F., Bergsma-Schutter, W. & Brisson, A. Trimery, dimery trimerów i trimery trimerów są powszechnymi elementami budulcowymi dwuwymiarowych kryształów aneksyny a5. J. Strukt. Biol. 133, 55–63 (2001).


Uwięzienie błonowe i transport lipidów przez białka zawierające domenę SMP

Karin Reinisch i Pietro De Camilli

Kontakty między błonami wewnątrzkomórkowymi są dobrze ugruntowanymi kluczowymi graczami w różnych procesach wewnątrzkomórkowych, w tym regulacji poziomu wapnia w cytozolu i kontroli homeostazy lipidów. Jednak wiele pozostaje do nauczenia się o mechanizmach molekularnych działających w tych miejscach. Podejściem do lepszego zrozumienia tych mechanizmów jest scharakteryzowanie uwięzi białkowych pośredniczących w tych kontaktach, aby wyjaśnić, w jaki sposób są zlokalizowane, jak działają i jak są regulowane. One class of such tethers are proteins that contain a TULIP lipid transport module, and more specifically the intracellular version of this domain, called the SMP (synaptotagmin-like, mitochondrial and lipid-binding Proteins) domain [46]. Several such proteins have been identified. They include the extended synaptotagmins (E-Syts, known as tricalbins in yeasts), conserved in all eukaryotes, and TMEM24, a more specialized protein present only in metazoans and enriched in cells of neuroendocrine lineage, all of which are targeted to contacts between the endoplasmic reticulum (ER) and the plasma membrane [18, 19, 47]. They also include the conserved protein Nvj2/Tex2, which is localized at contacts between the ER and either the vacuole or the Golgi complex in yeast [48, 49], and three (Mmm1, Mdm12, and Mdm34) of the four subunits of the ER–mitochondrial encounter structure (ERMES) complex, which is localized at ER–mitochondrial contacts in yeasts and other fungi [50], but is not present in metazoans.

A crystal structure of a portion of E-Syt2 showed that its SMP domain shares a fold with modules in the TULIP family [51], first identified in extracellular proteins involved in lipid transport outside cells, such as CETP and BPI. It demonstrated that the E-Syt2 SMP module dimerizes in a ‘head’-to-‘head’ manner to form a tube-like structure with a hydrophobic cavity, which runs along its length and is connected to the solvent with a seam also spanning its entire length (Fig. 3a). The crystal structure also showed a mixture of phosphatidylethanolamine and phosphatidylglycerol, which had co-purified with the protein, bound with their acyl chains in the hydrophobic channel and their hydrophilic headgroups extruded through the seam and into solvent, where they were disordered. The SMP domain of TMEM24 dimerizes as well [47], likely in a similar fashion to that of E-Syt2, as does the SMP domain of Mmm1 [52], one of the components of the ERMES complex. In ERMES, additionally, the ‘tail’ end of each Mmm1 dimer associates with the ‘head’ end of the SMP domain from an Mdm12 subunit to form a longer tube-like structure [52]. How the third SMP domain protein in ERMES, Mdm34, associates with the Mmm1/Mdm12 heterotetramer is not known, although it is likely that its SMP module interacts with the heterotetramer in such a way as to lengthen the tubular structure even further.

Architecture of SMP-domain containing proteins. a Lewo: ribbon diagram of the SMP dimer of E-Syt2 (PDBID 4P42). One SMP domain is colored from niebieski at the N-terminus to czerwony at the C-terminus. Lipid and detergent molecules in the hydrophobic channel are shown in różowy. Dobrze: two Mdm12 monomers arranged head-to-tail as observed in the crystal (PDBID 5GYD). Mdm12 and Mmm1 may interact similarly within ERMES. bD Tethering for E-Syt1, TMEM24, and ERMES, as indicated

The details of lipid binding differ among SMP domains, as they do across the entire TULIP domain 7family. For example, two lipid molecules are bound per SMP module in E-Syt2 (four in the dimer) [51], whereas each TMEM24 and Mdm12 SMP module accommodates only one [47, 53]. More importantly, SMP domain proteins differ in their lipid harboring and transport preference, based on biochemical and liposome-based lipid transport assays.

Which lipids the SMP domain proteins transfer in the context of the living cell is a topic under active investigation. The detection by mass spectrometry in the SMP domain of the E-Syts of a variety of glycerophospholipids, but not of lipids in other classes, suggested that they could play a role in bulk transfer of these lipids between the ER and the plasma membrane [51]. Subsequent studies of E-Syt knockout cells revealed a role for these proteins in clearing the accumulation of diacylglycerol in the plasma membrane, most likely by transferring it to the ER, after its acute generation in the plasma membrane in response to PI(4,5)P2 hydrolysis [54]. It remains unknown whether diacylglycerol is transported along with other glycerophospholipids during bulk transport or whether it is preferentially transported. For example, it is possible that the bulky headgroups present in other glycerophospholipids reduce their affinity for the E-Syts and hence their transport rate as compared to diacylglycerol, which lacks a headgroup. In previous in vitro assays, lipid transfer by the E-Syts was assessed by FRET using fluorescently tagged cargo lipids [54, 55]. Further studies based on transport assays involving natural lipids versus chemically modified ones should help to resolve this question.

TMEM24 was shown preferentially to bind and transport PI, suggesting a role for this protein in delivery of newly synthesized PI from the ER to the PM to replenish PI(4,5)P2 pools depleted during phospholipase C signaling [47]. While ERMES’ SMP domains also transport glycerophospholipids, their preference is for phosphatidylcholine [52]. NVJ2 was shown to impact ceramide transport, thus pointing to this lipid as a cargo of its SMP domain, but there is no direct evidence, so far, that it can bind and transport this lipid [48].

The function of all known SMP domain-containing proteins, or their complexes, in lipid transport is tightly interrelated with their property to tether membranes. Indeed, overexpression of these proteins expands the area of contact sites in the cell [18, 47, 56]. Typically, the SMP is bracketed via unstructured linkers between protein regions that connect two different membranes, so that it can ferry lipid cargo between the two bilayers. The E-Syts are anchored to the ER membrane via an N-terminal ß-hairpin, and bind the plasma membrane via C2 domains (Fig. 3b) [18, 56]. The most C-terminal C2 domain recognizes the phosphoinositide PI(4,5)P2, which is specifically enriched at the plasma membrane, and is thus responsible for the selective localization of the E-Syts at ER–plasma membrane contacts sites [18, 54]. Other C2 domains of the E-Syts interact with membranes in response to Ca 2+ , thus regulating tethering [18,57,, 54, 56–58]. TMEM24 is also anchored to the ER via its N-terminal region, but its single C2 domain does not play a major role in plasma membrane binding and its function remains unresolved. Instead, binding of TMEM24 to the plasma membrane is mediated by its highly conserved C-terminal region, which is enriched in basic residues and thus optimally suited to bind the cytosolic leaflet of this membrane, which is highly acidic due to the presence of phosphoinositides and to the high concentrations of phosphatidylserine [47] (Fig. 3c). The ERMES complex is anchored in the ER membrane via the N-terminal transmembrane region of Mmm1 and binds mitochondria via an interaction of Mdm34 with the integral membrane protein Mdm10 in the outer mitochondrial membrane [50, 59] (Fig. 3d). Nvj2 has a predicted N-terminal transmembrane segment anchoring it to the ER, and is thought to bind other membranes in trans through a PH domain, which precedes the SMP domain in sequence.

The membrane tethering properties of at least some SMP domain proteins are subjected to regulation. In the case of one E-Syt family member, E-Syt1, and of TMEM24, a key player in such regulation is cytosolic Ca 2+ , but interestingly in opposite ways. E-Syt1 is recruited to ER–plasma membrane contacts by cytosolic Ca 2+ elevations via the Ca 2+ -dependent regulation of the bilayer binding properties of its central C2 domain (C2C) [54, 56]. In contrast, TMEM24 is present at contact sites when cytosolic Ca 2+ is low, and redistributes throughout the ER when Ca 2+ levels rise during signaling events [47]. This is due to the protein kinase C-dependent phosphorylation of its basic C-terminal region, which results in its acidification and thus in its shedding from the negatively charged plasma membrane bilayer. Subsequent dephosphorylation by calcineurin allows TMEM24 to return to contact sites, where it may participate in replenishing PI(4,5)P2 pools via its PI transport properties. PI(4,5)P2 regulates the activity of plasma membrane ion channels involved in Ca 2+ dynamics and serves as a precursor for IP3, which stimulates Ca 2+ release from the ER. Thus, TMEM24, in addition to being regulated by Ca 2+ , can also reciprocally participate in the regulation of cytosolic Ca 2+ in cells where it is highly expressed, such as pancreatic ß cells [47].

In yeast, Nvj2 was reported to relocalize from the nuclear–vacuolar junction to ER–Golgi contacts in response to ER stress, thus pointing to regulation also for this SMP domain-containing tether, although the underlying mechanisms remain unclear [48]. Whether ERMES-mediated ER–mitochondria tethering undergoes regulation is not known. If so, it would have to involve disassembly of the complex, as two of its components are integral membrane proteins of the ER and of the mitochondria, respectively.

Much remains to be understood about SMP domain-containing proteins and their tethering and lipid transport functions. Their number is likely to expand, as the structural characterization of proteomes advances. Key open questions are the mechanisms through which these proteins extract and then deliver lipids from and to bilayers and the regulation of these reactions. As SMP-dependent transport between bilayers does not require energy and flows down the concentration gradient of the lipids, there must be mechanisms to control their lipid transport activities in order to preserve the heterogeneous lipid composition of participating bilayers. It also will be important to elucidate interplay of SMP domain proteins with other lipid transport modules and with membrane tethers that have functions unrelated to lipid transport, such as those that control Ca 2+ dynamics. Given the Ca 2+ regulation of some SMP domain proteins, cross-talk with membrane tethering proteins that regulate cytosolic Ca 2+ is of special interest. The field of membrane contact sites is rapidly advancing and opening new vistas about inter-organelle communication in cellular function.


Phosphoinositides in Control of Membrane Dynamics

Most functions of eukaryotic cells are controlled by cellular membranes, which are not static entities but undergo frequent budding, fission, fusion, and sculpting reactions collectively referred to as membrane dynamics. Consequently, regulation of membrane dynamics is crucial for cellular functions. A key mechanism in such regulation is the reversible recruitment of cytosolic proteins or protein complexes to specific membranes at specific time points. To a large extent this recruitment is orchestrated by phosphorylated derivatives of the membrane lipid phosphatidylinositol, known as phosphoinositides. The seven phosphoinositides found in nature localize to distinct membrane domains and recruit distinct effectors, thereby contributing strongly to the maintenance of membrane identity. Many of the phosphoinositide effectors are proteins that control membrane dynamics, and in this review we discuss the functions of phosphoinositides in membrane dynamics during exocytosis, endocytosis, autophagy, cell division, cell migration, and epithelial cell polarity, with emphasis on protein effectors that are recruited by specific phosphoinositides during these processes.


Cellular Dynamics

All living cells are dynamic machines that integrate a wide variety of biochemical and mechanical information, continuously adapting and responding to their local environment. Signals transmitted by hormones, growth factors, neighboring cells or the extracellular matrix are sensed by cells and can trigger rapid changes in metabolism, gene expression, cell shape/cytoskeletal organization, membrane dynamics and behavior. For example, cell migration in response to external cues involves the dynamic reorganization of the actin, microtubule and intermediate filament cytoskeletons, coordinated with membrane trafficking events that deliver new membrane to the leading edge and internalize adhesive receptors from the cell rear. In all cells, the targeted delivery of receptors, transporters, secretory and endocytic cargo to the appropriate destination is essential for cell function. Many of these processes are disrupted or dysregulated in human disease, and many pathogenic microorganisms manipulate host cell cytoskeleton or membrane dynamics to establish a reproductive niche.

Researchers in the Department of Cell Biology explore cellular dynamics using a variety of model systems ranging from cultured cells to Drosophila, zebrafish, Xenopus and mouse models. Employing state-of-the-art imaging, biochemical, biophysical and genetic approaches, our goals are to visualize and analyze cellular events at high resolution and in real time. We seek to clarify the underlying forces and mechanisms that interact to drive cellular behavior. These studies, which emphasize fundamental cellular processes, are also essential for understanding how perturbations alter their course and may lead to disease.

Wydział


VIDEO MOVIES

Movie 1: Formation and Life History of ER-to-Golgi Transport Intermediates

The ts045 vesicular stomatis viral G (VSVG) protein misfolds and is retained in the ER at 40°C and upon shift to 32°C moves as a synchronous population to the Golgi complex before being transported to the plasma membrane (Bergmann, 1989). These properties of VSVG are preserved upon addition of GFP to the cytoplasmic tail of the protein, allowing detailed analysis of the morphological characteristics of ER-to-Golgi transport to be visualized in living cells (Presleyi in., 1997 Scales i in., 1997). Movie 1 (fromPresley i in., 1997) (Figure 1) shows confocal images acquired at 8.6-s time intervals after shift from 40 to 32°C in COS cells expressing VSVG-GFP. Note that within seconds of temperature shift, ER-localized VSVG-GFP became concentrated within bright, fluorescent pre-Golgi intermediates that were widely distributed at ER sites scattered throughout the cytoplasm. Pre-Golgi structures never appeared to arise at the same site as previous ones, which suggested they formed de novo from dynamically generated nonfixed ER sites. Once formed, the pre-Golgi structures had only a finite lifetime and quickly translocated as units through the cytoplasm to the Golgi complex with no loss of fluorescent material. During transport, the pre-Golgi intermediates often stretched into long tubular elements as they moved along curvilinear tracks to the Golgi complex. This indicated that they were not small vesicles but larger, pleiomorphic structures. Because pre-Golgi intermediates and their associated cargo translocate as discrete entities into the central Golgi region, they may function both in membrane traffic and Golgi biogenesis. Additional studies are required to understand how pre-Golgi structures arise from the ER and the extent they engage in membrane sorting and recycling processes.

Fig. 1. Movie 1 depicts formation and life history of ER-to-Golgi transport intermediates.

Movie 2: Translocation of Pre-Golgi Intermediates

This movie shows a confocal time-lapse sequence of VSVG-GFP transport in COS cells incubated at 15°C for several hours before temperature shift to 32°C (from Presley i in., 1997) (Figure 2). At 15°C, pre-Golgi structures fail to translocate efficiently through the cytoplasm and remain closely associated with ER exit sites where they can continue to receive cargo (Saraste and Kuismanen, 1992). This results in the formation of larger pre-Golgi intermediates (up to 1.5 μm in diameter) which are more easily visualized within cells. As shown in the movie (images collected at 3.6-s time intervals on a confocal microscope), enlarged pre-Golgi intermediates quickly detached from ER exit sites and translocated into the Golgi region upon warmup from 15 to 32°C. They moved in an identical fashion as the smaller pre-Golgi intermediates observed in cells shifted directly from 40 to 32°C. In both cases, the pre-Golgi intermediates translocated as discrete entities in a stop-and-go fashion through the cytoplasm. Movement was unidirectional along curvilinear tracks toward the cell center at rates of up to 1.4 μm/s. Long tubules extending in the direction of motion of the pre-Golgi intermediates were often seen, suggesting a motor on the tip of the tubule was pulling the pre-Golgi structures inward toward the Golgi complex. These results indicate pre-Golgi structures can be variable in size and still translocate efficiently through the cytoplasm to the Golgi complex.

Fig. 2. Movie 2 shows translocation of pre-Golgi intermediates.

Movie 3: Role of Microtubules in ER-to-Golgi Traffic

Microtubules have long been thought to play a role in ER-to-Golgi traffic (Ho i inni., 1989 Saraste and Svensson, 1991). These cytoplasmic filaments emanate from the centrosomal Golgi region in many cells and form a polarized radial array—microtubule minus ends converging at the cell center and plus ends scattered in the cell periphery. This organization is ideal for directing peripheral ER-derived membrane into the Golgi region. The requirement of microtubules for translocation of pre-Golgi structures toward the central Golgi complex is shown in Movie 3 (Figure3). (Images were acquired at 4-min intervals using a confocal microscope.) Here, VSVG-GFP–expressing COS cells were treated with nocodazole to depolymerize microtubules prior to temperature shift from 40 to 32°C. Note that soon after temperature shift, VSVG-GFP was efficiently exported out of the ER into peripheral pre-Golgi elements, but these structures remained at peripheral sites. This effect of microtubule depolymerization was reversible, with pre-Golgi structures quickly reattaching to newly formed microtubules and translocating microtubule minus end-directed into the Golgi region upon removal of nocodazole (Presley i inni., 1997). The microtubule motor complex of dynein/dynactin was shown to power this transport to the Golgi complex (Burkhardt i inni., 1997 Presley i inni., 1997). How dynein/dynactin associates with pre-Golgi intermediates and how its interaction with microtubules is regulated are important questions for future work.

Fig. 3. Movie 3 shows role of microtubules in ER-to-Golgi traffic.

Movie 4, A and B: Fate of Pre-Golgi Intermediates upon Reaching the Golgi Complex

Targeting and fusion of pre-Golgi structures with Golgi membranes was visualized in VSVG-GFP expressing COS cells whose Golgi-associated fluorescence was photobleached with high-intensity laser light at the time cells were warmed from 15 to 32°C. After photobleaching, time-lapse images of the entire cell were collected with low-power laser light to follow movement of pre-Golgi structures into the Golgi region. As shown in the movie sequence 4A (from Presleyi inni., 1997) (Figure 4A), pre-Golgi structures translocated inward to the Golgi complex, docked, and then delivered their contents of VSVG-GFP into the Golgi system. These results indicate that pre-Golgi structures are the major source of delivery of VSVG-GFP to the Golgi complex. The fact that the entire profile of the Golgi complex refilled with fluorescence within a short period after photobleaching (see Movie 4B [Figure 4B]) further suggested that VSVG-GFP is rapidly transported throughout the Golgi complex after its delivery by pre-Golgi intermediates.

Fig. 4. Movie 4 shows fate of pre-Golgi intermediates upon reaching the Golgi complex.

Movie 5: Intra-Golgi Traffic Revealed by Photobleaching Recovery

The detailed path followed by cargo and Golgi resident proteins within the Golgi complex cannot easily be resolved at the light microscopic level, because Golgi stacks are often <488 nm in depth (e.g., the wavelength of blue light). Nevertheless, insight into the lateral mobility of proteins within Golgi membranes can be obtained using fluorescence recovery after photobleaching (FRAP). This technique can help distinguish between retention and retrieval mechanisms for Golgi protein localization (Cole i in., 1996b). In FRAP, a small region of the cell is photobleached, and recovery of fluorescence into the bleached region is monitored over time. The kinetics of fluorescence recovery allow calculation of the diffusion coefficient, D, which is a measure of the speed of protein diffusion in the membrane, and the immobile fraction, which is the fraction of proteins that do not recover during the time course of the experiment. Photobleaching permanently inactivates the fluorophore, so return of fluorescence is due only to exchange of nonfluorescent with fluorescent proteins by lateral diffusion within the membrane.

Movie 5 shows recovery after photobleaching of the Golgi enzyme galactosyltransferase tagged with GFP in HeLa cells (from Cole i in., 1996b) (Figure 5). In this experiment, the region of the Golgi complex above the dotted line was photobleached with high-energy illumination from a confocal microscope. Recovery of fluorescence into the photobleached region was then followed by imaging the entire Golgi body at low-energy light at 4-s time intervals. Note that within 1 min complete recovery of fluorescence into the bleached box occurred. This indicates that Golgi resident proteins such as GalTase diffuse rapidly, without constraints, through the Golgi complex. The diffusion coefficient calculated from FRAP experiments was 5 × 10 −9 cm 2 /s with >90% of the proteins mobile (Cole i in., 1996b).

Fig. 5. Movie 5 shows intra-Golgi traffic revealed by photobleaching recovery.

Movie 6: Protein Trafficking between Golgi Stacks

A variation of FRAP, called fluorescence loss in photobleaching (FLIP), can be used to monitor movement of fluorescently tagged molecules between two different regions of a cell or organelle (Colei in., 1996b) (Figure 6). In FLIP, fluorescence in one region of the cell is photobleached with high-intensity illumination while another region is imaged with illumination sufficiently low to avoid significant photobleaching. If photobleaching one region reduces the fluorescence in the other region as well, diffusional exchange of molecules between the two regions has occurred. As shown in Movie 6 (from Cole i in., 1996b), repetitive photobleaching in a small area of the Golgi complex led to loss of GFP fluorescence from the entire Golgi complex with only outlying Golgi elements retaining fluorescence. This result implies that the numerous compact stacks of cisternae that constitute the Golgi complex are extensively interconnected, allowing highly mobile proteins such as GalTase to move quickly from one part of the Golgi to another. Movement is likely to occur by lateral diffusion of these proteins across thin membrane tubules that in ultrastructural studies have been shown to interconnect Golgi stacks (Rambourg and Clermont, 1990). Interestingly, ATP depletion of cells, which blocks vesicle transport, showed little or no effects in FLIP experiments of GalTase-GFP–expressing cells (Cole i in., 1996b). This result indicates that the extensive movement of Golgi enzymes observed in FLIP experiments is not due to vesicle budding and fusion processes.

Fig. 6. Movie 6 shows traffic between Golgi stacks.

Movie 7: Golgi Tubules: Potential Vehicles for Golgi-to-ER Retrograde Traffic

Golgi membrane tubules are known from ultrastructural studies to be a major characteristic of Golgi morphology. Oboje cisoraz trans face of the Golgi stack are composed of extensive tubule networks of membrane, and tubule processes frequently interconnect Golgi stacks (Rambourg i in., 1979 Tanakai in., 1986 Ladinsky i in., 1994). As shown in Movie 7 (Figure 7), these structures may also play a role in Golgi to ER retrograde traffic. KDEL-R, which is known to constitutively cycle between the ER and Golgi complex (Pelham, 1991), was imaged with a confocal microscope in HeLa cells expressing a GFP tagged version of this molecule (KDEL-R-GFP). Note that in addition to labeling Golgi membranes, KDEL-R-GFP was found in membrane tubules that extended out from the Golgi complex. After forming, the tubules often broke off from the Golgi and moved at rates of 0.6 μm/s along curvilinear tracks to the cell periphery. Microtubules were required for the peripheral movement of Golgi tubules, suggesting that a plus end–directed motor was associated with their surface (Sciaky i in., 1997). After detaching from the Golgi complex and moving to the cell periphery, Golgi tubules containing KDEL-R-GFP often disappeared from view (possibly fusing with the ER, which extends throughout the cytoplasm). Consistent with this possibility, KDEL-R-GFP was never found on the plasma membrane but only in Golgi, ER, and tubule structures. Golgi tubules may therefore represent retrograde transport intermediates, whose role is to recycle membrane back to the peripheral ER system. The molecular basis and regulation of Golgi tubule budding and scission remains to be addressed.

Fig. 7. Movie 7 depicts Golgi tubule traffic: potential vehicles for Golgi-to-ER retrograde traffic.

Movie 8: Effects of Brefeldin A (BFA) on Golgi Morphology and Dynamics

Golgi tubules are known to mediate retrograde membrane traffic in cells treated with BFA, a drug that prevents assembly of cytosolic coat proteins onto Golgi membranes. As shown in Movie 8A (Figure8A), Golgi tubules resembling those of untreated cells are observed in BFA-treated cells, but they formed at a more rapid rate. Moreover, the tubules failed to detach from Golgi structures. This led to the formation of a dynamic Golgi tubule network within 5–8 min of adding the drug. When one or more of the Golgi tubules fused with the ER, Golgi membranes redistributed rapidly into the ER, leaving no Golgi structure behind. The fact that Golgi membranes redistributed unidirectionally into the ER (and not ER membrane into the Golgi) during BFA treatment suggests that the ER provides a lower free energy environment for membrane proteins and lipids than the Golgi system.

Fig. 8. Movie 8 shows the effects of BFA on Golgi morphology and dynamics.

The sequences in Movie 8A are of GalTase-GFP in HeLa cells. They were acquired at 3-s time intervals on a cooled charge-coupled device microscope. Note that Golgi protein redistribution into the ER occurred within 30 s after fusion of Golgi with ER. The speed of this redistribution has been shown by Sciaky i in. (1997) to be too fast to be explained by simple protein diffusion. Instead, these authors suggest it is driven by a membrane tension-driven membrane flow (Bloom i in., 1991) that arises from chemical potential or free energy differences between ER and Golgi membranes. This leads to unidirectional protein transport when ER and Golgi membranes fuse during BFA treatment.

A dramatic illustration of unidirectional membrane flow from Golgi into the ER in BFA-treated cells is shown in Movie 8B (Figure 8B). In this experiment cells were treated with nocodazole before addition of BFA. Note that upon addition of BFA to the cells no Golgi tubules formed, since microtubules are required for peripheral extension and movement of tubules. Nevertheless, the time for Golgi redistribution into the ER was extremely rapid once Golgi and ER membranes fused. This suggests that extension of Golgi tubules along microtubules serves only to increase the probability of fusion between Golgi and ER membranes. Once fusion between these two organelles takes place (which can occur in the absence of Golgi tubule extension, because ER membranes are distributed through the cell), the Golgi rapidly and completely empties into the ER.

The chemical basis for the free energy difference between ER and Golgi membranes that underlies unidirectional absorption of Golgi into the ER during BFA treatment is unknown. An interesting possibility is that the work required to “pump” Golgi-destined components up in energy is supplied by the peripheral “coat” system, which concentrates and packages proteins exported from the ER (Balch i in., 1994 Schekman and Orci, 1996). The fact that an immediate target of BFA is ADP ribosylation factor, which in physical terms is an energy-driven assembly transport system for supplying COPI to membranes (Donaldson i in., 1992 Rothman and Wieland, 1996), is consistent with this idea. When nucleotide exchange onto ADP ribosylation factor is inhibited by BFA, COP I proteins are quickly depleted from Golgi membranes. As shown in Movie 8A, Golgi tubules proliferate and become longer in response. They also do not so readily detach from the Golgi complex. Ultimately, fusion with the ER occurs and Golgi membrane quickly empties into the ER. These findings suggest that one function of COP I is to maintain the integrity of the Golgi complex, possibly by severing potential links to other organelles. Future work needs to address the mechanisms that regulate Golgi tubule formation and detachment from the Golgi complex and how free energy differences between the ER and Golgi complex arise.

Movie 9: Remodeling of the Golgi Complex in Response to Microtubule Depolymerization

The normal distribution of Golgi membranes within cells appears to represent a dynamic balance of forward and recycling pathways connecting with the ER. Thus, inhibition of forward traffic into the Golgi complex without a corresponding effect on recycling typically leads to redistribution of Golgi material to the site of perturbation. Fragmentation of the Golgi complex in nocodazole-treated cells is a good example of this phenomenon. Microtubule disruption by nocodazole is known to block the inward translocation of pre-Golgi intermediates along microtubules (see Movie 3) without significant effects on Golgi to ER traffic (Saraste and Svensson, 1991 Cole i in., 1996a). Because Golgi enzymes constitutively cycle between the ER and Golgi complex via these forward and reverse pathways (Cole i in., 1998), they accumulate at ER exit sites when forward trafficking along microtubules is inhibited (Cole i inni., 1996a Yang and Storrie, 1998). This leads to rebuilding of Golgi stacks at ER exit sites and results in the formation of hundreds of Golgi fragments distributed through the cell (Cole i inni., 1996 Burkhardt, 1998 Storrie and Yang, 1998). Movie 9 (Figure 9) (images collected at 1-min intervals on a confocal microscope) shows this process in HeLa cells expressing GalTase-GFP. Note that small Golgi fragments are generated at significant distances from the central Golgi region within 15 min after nocodazole treatment. These fragments do not move in any directed fashion after their formation and resemble the fragments containing VSVG-GFP in nocodazole-treated cells shifted from 40 to 32°C. The exact mechanism for redistribution of Golgi enzymes to fragment sites is still under debate (e.g., recycling through the ER or vesicle transport through the cytoplasm) (Cole i inni., 1996aBurkhardt, 1998 Sima i inni., 1998 Storrie and Yang, 1998). Nevertheless, these observations indicate the Golgi complex is capable of de novo regeneration at ER exit sites and imply a fundamental relationship between pre-Golgi structures and the Golgi complex.

Fig. 9. Movie 9 depicts remodeling of the Golgi complex in response to microtubule depolymerization.


Membrane Dynamics and Mechanics of Intracellular Signaling

The team focuses its effort on three mains directions:

1 – Molecular control of JAK/STAT signaling by endosomal sorting of interferon receptors (IFN-Rs). Following our pioneering studies on EGF signaling, we wish now to identify the molecular machinery that couples IFN-R endocytosis and endosomal sorting with JAK/STAT signaling.

Fig.1 | Distinct membrane sorting and trafficking of the IFN-a and IFN-y receptors play a key role in selective JAK/STAT activation.

2 – Understanding the new mechanical role of caveolae in signaling and pathophysiology. We have recently revealed a new role for caveolae, a subset of membrane invaginations present at the cell surface and have established that their disassembly /reassembly cycle represents the primary cell response to mechanical stress (Cell, 2011 Fig. 1). We wish now to understand and identify the molecular players and signaling pathways involved in the caveolae-dependent mechanical response in cancer cell proliferation, muscle dystrophies and atherosclerosis.

Fig.2 | Cells respond to acute mechanical stresses by rapid disassembly and reassembly of caveolae. In resting conditions, caveolae at the plasma membrane are mostly budded. Upon acute mechanical stress (hypo-osmotic shock or stretching), caveolae flatten out in the plasma membrane to provide additional membrane and buffer membrane tension. This leads also to a loss of Cav1 and Cavin-1 interaction. We hypothesize that the mechanical release of caveolae main constituents is key step in mechanosignaling. Return to resting conditions allows the reassembly of the caveolar structure (Sinha et al., 2011 Cell Nassoy and Lamaze, Trends Cell Biol 2012).

3 – Investigating the role of membrane trafficking in cholesterol transcriptional homeostasis. In particular, we are investigating the role of caveolae and shear stress in cholesterol homeostasis in human endothelial cells.


Obejrzyj wideo: Prof. Joanna Trylska Dynamika i funkcje białek (Czerwiec 2022).


Uwagi:

  1. Baylen

    A co robimy bez Twoich wspaniałych pomysłów

  2. Vozragore

    Jak długo możesz powiedzieć ...

  3. Gage

    Przepraszam, chciałbym zaoferować inną decyzję.

  4. Shakabar

    Moim zdaniem się mylą. Jestem w stanie to udowodnić.



Napisać wiadomość