Informacja

Funkcja heterocyst w sinicach i jej lokalizacja

Funkcja heterocyst w sinicach i jej lokalizacja



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

1. Jaka jest funkcja heterocysty?

2. Gdzie jest obecny?

Myślę, że heterocysta może być organem ochronnym w komórkach!


Według wikipedii:

Heterocysty to wyspecjalizowane, bladożółte, grubościenne komórki o wątpliwej funkcji wiązania azotu, tworzone podczas głodu azotowego przez niektóre nitkowate cyjanobakterie, takie jak Nostoc punctiforme…

Tak więc z definicji nie znajdują się one w komórkach, ale same komórki zróżnicowane.

To dobry artykuł, który może dostarczyć szczegółowych informacji na temat wiązania azotu w sinicach Anabaena variabilis.

Ogólnie rzecz biorąc: cyjanobakterie są fotosyntetycznymi prokariotami, a wiele z nich jest zdolnych do wiązania azotu (czyli zdolności do wykorzystywania i inkorporowania azotu z powietrza jako gazu N2). Enzym zwany nitrazą jest wrażliwy na tlen, dlatego należy przeprowadzić czasowe lub przestrzenne oddzielenie wiązania azotu, aby uniknąć uszkodzenia enzymu przez tlen wytwarzany przez fotosyntezę.

U Anabaena spp. tlenowe wiązanie azotu ogranicza się do zróżnicowanych komórek zwanych heterocystami, które tworzą się we włóknie w sposób półregularny w odpowiedzi na głód azotu. Azot związany w heterocystach jest transportowany do komórek wegetatywnych we włóknie, podczas gdy komórki wegetatywne dostarczają węgiel i reduktor do heterocyst

Jak widać, oddzielne komórki współpracują ze sobą, aby dostarczać sobie nawzajem niezbędnych składników odżywczych. Należy zauważyć, że gdy dostępne jest wystarczające źródło utrwalonego azotu, liczba takich wyspecjalizowanych formacji jest niska, ponieważ nie ma potrzeby utrwalania dodatkowego azotu

W powiązanym artykule znajduje się wiele szczegółów na temat heterocyst i wiązania azotu. Również ten artykuł zawiera szczegóły dotyczące regulacji wiązania azotu, a także zawiera dokładny obraz procesu:


Przede wszystkim krótka i słodka definicja heterocysty to wyspecjalizowane komórki z jednorodnym protoplastem. Oba końce mają zgrubienia zwane guzkami polarnymi. Guzki polarne mają drobne pory. Heterocysty pomagają w wiązaniu atmosferycznych związków azotu. W niektórych gatunkach Nostoc, takich jak N.commune, heterocysty funkcjonują jako pory spoczynkowe. Protoplazma heterocyst staje się funkcjonalna i kiełkuje, tworząc nowe włókno.


Heterocysta czy nie heterocysta?

Co takiego jest w komórce, co sprawia, że ​​staje się jednym typem komórki, a nie innym? Odwrotnie, co takiego jest w celi, że wzywa ją, by się nie ruszała? To fascynujący świat losu komórki, jedno z najbardziej intrygujących pytań, nad którym biologowie rozwoju zastanawiali się od wieków. Niebiesko-zielone cyjanobakterie Anabaena jest doskonałą ilustracją jednego modelu rozwojowego: różnicowanie komórek następuje dzięki dyfuzji cząsteczek, która tworzy gradient komórkowy. Dlatego różnicowanie komórek staje się kwestią „mniej więcej”. Jedna ilustracja dotyczy bardzo małego peptydu o długości zaledwie 17 aminokwasów, znanego jako patS. Różnica w stężeniu patS jest nie tylko oznaką, że komórka Anabaena wkrótce przejdzie poważną zmianę, ale także sąsiednie komórki.

Anabaenasą sinicami nitkowatymi, co oznacza, że ​​rosną w koloniach. Sinice istnieją od pierwszych baniek życia i zawsze żyły w najbardziej zróżnicowanych i ekstremalnych siedliskach ekologicznych. Bez nich najprawdopodobniej by nas tu nie było. Rzeczywiście, to oni wypluli tlen do atmosfery ponad 3 miliardy lat temu i utorowali drogę tym, których oddychanie jest od niego zależne.

Anabaena ma tylko dwa typy komórek, co czyni go prostym „organizmem” do badania: komórki wegetatywne i większe komórki zwane heterocystami. Jaka jest różnica? Komórki wegetatywne dokonują fotosyntezy i dlatego sinice nazwano przede wszystkim sinicami. Heterocysty wiążą azot atmosferyczny, czego nie mogą zrobić komórki wegetatywne. W przypadku niewystarczającej podaży związanego azotu (NH4 i NO3), heterocysty mogą w rzeczywistości go wytwarzać i rozprowadzać do sąsiednich komórek wegetatywnych, które z kolei oferują produkty tlenowe. A ponieważ tlen jest śmiertelny dla nitrazy, heterocysty są otoczone grubą ochronną ścianą komórkową, co ułatwia ich odróżnienie od ich wegetatywnych odpowiedników.

Anabaena zaczyna się jako włókno komórek wegetatywnych. Kiedy nie ma wystarczającej ilości związanego azotu, jedna z komórek wegetatywnych staje się heterocystą. Różnicowanie heterocyst trwa około 24 godzin. Ale są to komórki ślepe: w przeciwieństwie do ich wegetatywnych odpowiedników nie mogą się już rozmnażać. Jednak otaczające je komórki wegetatywne nadal to robią. W rezultacie podaż związanego azotu szybko się wyczerpuje i pojawia się kolejna heterocysta. I tak dalej. Rezultatem jest ciąg komórek wegetatywnych, w regularnych odstępach przerywanych przez heterocysty, których wygląd, utrzymanie i regularność kierują patS.

Kiedy związany azot staje się rzadki, patS jest wyrażany w każdej komórce, w której stopniowo wzrasta, z wyjątkiem jednej, w której jego obfitość jest znacznie większa. Ta konkretna komórka wegetatywna ma stać się heterocystą. Ale inne komórki wegetatywne też by to zrobiły, gdyby nie patS, który przesącza się z preheterocysty przez peryplazmę do sąsiednich peryplazm sąsiednich komórek wegetatywnych, gdzie wyłącza zdolność komórki do różnicowania. Tak więc rolą patS jest nie tyle różnicowanie komórek, co w rzeczywistości hamowanie różnicowania komórek. PatS – mający zaledwie 17 aminokwasów – jest już mały, ale wykazano, że do zahamowania różnicowania potrzebnych jest tylko pięć kolejnych aminokwasów.

Na poziomie molekularnym nikt nie wie, jak działa patS. Wzrost ekspresji patS wyzwala odpowiedź. Gdy jego stężenie maleje - a zatem jego zdolność hamowania - różnicowanie może ponownie zajść w komórce wegetatywnej, około 10 komórek poniżej lub powyżej heterocysty. Tak więc patS nie tylko hamuje różnicowanie heterocyst, ale utrzymuje je i ustala odstępy między heterocystami. Jest to ważne, ponieważ tworzenie heterocyst jest kosztownym biznesem, nie tylko jest energochłonne, ale także oznacza brak reprodukcji. A żaden żyjący gatunek nie może sobie na to pozwolić zbyt często.

Stwierdzenie, że patS samo w sobie hamuje różnicowanie heterocyst, oznaczałoby dla fib, że produkty azotowe dostarczane przez same heterocysty również odgrywają bezpośrednią rolę. Po uformowaniu są one rozprowadzane do sąsiednich komórek, gdzie również tworzą stały gradient azotu. Gdy ten gradient – ​​razem z gradientem patS – zmniejsza się po obu stronach heterocysty, powstaje nowa heterocysta. I cykl trwa.

Interesującym pytaniem, które do tej pory pozostaje bez odpowiedzi, jest nabyta odporność preheterocysty na patS. Coś w komórce różnicującej musi uodpornić ją na patS, podczas gdy wszystkie inne identyczne komórki wegetatywne są na to wrażliwe, co utrudnia różnicowanie heterocyst. Podsumowując, mamy do czynienia z pentapeptydem, który odgrywa bezpośrednią rolę w losie komórki, podnosi kwestię odporności nabytej i oferuje przestrzenne oddzielenie dwóch procesów biochemicznych – fotosyntezy i wiązania azotu – które zazwyczaj nie są kompatybilne w jednym organizmie!

Do tej pory patS i jego rola w losie komórek nie została przyjęta przez żaden przemysł chemiczny. Anabaena sama też nie spotkała się z entuzjazmem – w przeciwieństwie do swojej kuzynki, Spiruliny, która jest dodawana do modnych diet. Anabaena jest bardziej prawdopodobne, że spowoduje swędzenie pływaka, a nawet cię zabije. Ostatnio jednak pojawiło się wezwanie do inwestorów dla firmy Lake Erie (USA) Anabaena, a pierwsza oferta publiczna została już dokonana. Anabaena została opisana jako wartościowa inwestycja, ponieważ dostarcza dużą część tlenu na Ziemi, a wraz z tempem wzrostu populacji ludzie będą potrzebować go coraz więcej. AnabaenaOficjalne hasło reklamowe brzmiało: „Anabaena – nie stworzyliśmy atmosfery, po prostu sprawiliśmy, że była oddychająca”.

Wyróżnione białko (ISSN 1424-4721) to miesięczny przegląd pisany przez zespół Swiss-Prot Szwajcarskiego Instytutu Bioinformatyki SIB. Artykuły Spotlight opisują określone białko lub rodzinę białek w nieformalnym tonie. Śledź nas: Subskrybuj · Twitter · Facebook

Różnicowanie heterocyst i akinet w sinicach: spojrzenie na symbiozę sinic

Pratika Singh , . Amrita Srivastava , w Postępy w biologii sinic , 2020

16.2.1 Heterocysta

Heterocysty są funkcjonalnie zróżnicowanymi komórkami i dość różnią się od komórek wegetatywnych, ponieważ przechodzą wiele zmian morfologicznych. Zwykle są okrągłe i większe niż komórki wegetatywne, z mniej ziarnistą cytoplazmą, zmniejszoną pigmentacją, pogrubionymi ścianami komórkowymi, refrakcyjnymi ciałami polarnymi (dwa w heterocystach interkalarnych, ale jedna w heterocystach końcowych) w miejscach przyłączenia do sąsiednich komórek wegetatywnych. Na biegunach znajdują się wyraźne granulki cyjanoficyny, która jest materiałem rezerwowym azotu, unikalnym dla cyjanobakterii, składającym się z polimeru argininy i kwasu asparaginowego (Simon, 1987 Allen, 1988), czasami z kwasem glutaminowym (Mcrritt i wsp., 1994). Heterocysty wykazują wyraźną pigmentację i zawierają dodatkową otoczkę komórkową. Otoczka komórkowa specyficzna dla heterocysty składa się z różnych warstw – najbardziej wewnętrzna jest warstwa laminowana składająca się z glikolipidu [heterocyst glikolipid (hgl)], następnie jest jednorodna warstwa składająca się z polisacharydu [polisacharyd otoczki heterocyst (Hep)], a najbardziej zewnętrzna jest warstwa włóknista, która prawdopodobnie jest nieskompaktowanymi pasmami tego samego polisacharydu (Cardemil i Wolk, 1981 Nicolaisen i wsp., 2009 Flores i Herrero, 2014). Hgl zidentyfikowano jako pochodne monoheksozydowe długołańcuchowych polihydroksyalkoholi (Bryce i wsp., 1972). Zawierają cztery klasy – C26 hydroksykwas lub alkohol lub C28 kwas dihydroksylowy lub alkohol. Warstwa ta, szczególnie glikolipidowa, zapewnia barierę przepuszczalności wokół heterocyst, zmniejsza dyfuzję gazu do heterocysty, pomagając w ten sposób w wiązaniu azotu przez utrzymywanie środowiska mikrotlenowego. devOperon BCA wraz z białkiem podobnym do TolC (HgdD) stanowi układ wydzielniczy typu I zaangażowany w eksport glikolipidów poza błonę zewnętrzną w różnicującej się heterocyście (Staron i wsp., 2011). Ostatnie odkrycia sugerują, że epimeraza HgdA bierze udział w syntezie hgl-diolu, kontrolując w ten sposób stosunek hgl keto-ol:diol i prawdopodobnie działa w późnych stadiach rozwoju heterocysty i dostraja proporcje hgl w otoczce heterocysty (Shvarev i in. ., 2019 ). W chromosomie Anabaenakilka genów zaangażowanych w tworzenie warstwy Hep jest zgrupowanych na „wyspie ekspresji genów”, która obejmuje ORF alr2825 do alr2841 i są indukowane w warunkach pozbawienia azotu (Huang et al., 2005). Różne geny zaangażowane w tworzenie Hep obejmują hepA, który jest zależny od białka kinazy histydynowej HepK (Henson i wsp., 2004), hepN (alr0117) kodująca kinazę histydynową bez domeny sensora, hepS (wszystkie2760), który koduje przypuszczalnie zakotwiczoną w błonie kinazę Ser-Thr i kuraR (alr1086), który koduje regulator odpowiedzi zawierający domenę odbiornika podobną do CheY i typ PPM (zależna od magnezu lub manganu fosfataza białkowa, która defosforyluje reszty Ser i Thr domeny fosfatazy) (Fan i wsp., 2006). Ponadto dezaktywacja hepS i kuraGeny R zaangażowane w tworzenie warstwy Hep obniżają również ekspresję genów zaangażowanych w tworzenie warstwy hgl, takich jak hglEA (alr5351) (Lechno-Yossef i in., 2006). Jednorodna warstwa jest oddzielona od ścianki kwasu muraminowego warstwą laminatu. Podczas gdy ściana komórkowa zawierająca kwas muraminowy jest wrażliwa na lizozym w komórkach wegetatywnych, ochrona lizozymu jest przyznawana heterocystom. Komunikacja międzykomórkowa między komórką wegetatywną a heterocystami przebiega poprzez mikroplazmodesmatę, co dodatkowo ułatwia wymianę składników odżywczych. Wyraźną cechą heterocyst jest obecność na biegunach zwężonego regionu cytoplazmatycznego zwanego „szyjkami” zawierającego czop cyjanoficyny (Sherman i wsp., 2000). Różnicowanie heterocyst obejmuje ponadto zmiany strukturalne błon tylakoidów (Herrero i wsp., 2013). Dojrzałe heterocysty zawierają „skręcone” błony tylakoidów niż te z komórek wegetatywnych (Braunhowland i wsp., 1988). Istotnie niższą autofluorescencję z pigmentów fotosyntetycznych obserwuje się w heterocysytach w porównaniu z komórkami wegetatywnymi. Wynika to z faktu, że większość genów wiążących węgiel jest tłumiona podczas różnicowania (Bradley i Carr, 1976 Curatti i wsp., 2006). Wcześniej sądzono, że heterocysty nie mają systemu PSII, jednak w heterocystach zidentyfikowano łącznie dziewięć podjednostek PSII, w tym wszystkie białka rdzeniowe (Ow et al., 2009 Ekman et al., 2011 Sandh et al., 2014). Trzy cechy odróżniające cytoplazmę heterocyst od cytoplazmy komórek wegetatywnych: (1) błony wewnątrzkomórkowe ulegają reorganizacji, tworząc wokół biegunów heterocyst strukturę zwaną „plaster miodu” (2) granulki glikogenu i karboksysomy (znikają wewnątrzkomórkowe mikroprzedziały zawierające RuBisCO) oraz (3) cyjanoficyna [multi-l-arginylo-poli(kwas l-asparaginowy)] odkłada się na biegunach heterocyst sąsiadujących z komórkami wegetatywnymi (Maldener et al., 2014).


Nauczyciele akademiccy i badacze zajmujący się sinicami, biologią środowiskową sinic, rolnictwem sinic oraz biologami molekularnymi dotyczącymi sinic. Mikrobiolodzy, ekolodzy, fizjolodzy, ekolodzy, biolodzy molekularni, agronomowie, farmakolodzy i badacze pokrewni, którzy chcą pracować w dziedzinie badań nad sinicami

1. Sinice w różnorodności i filogenezie
2. Różnorodność cyjanobakterii: wgląd molekularny w zróżnicowanych środowiskach
3. Sinice w tropikalnych i subtropikalnych środowiskach morskich: różnorodność i rola ekologiczna
4. Zasoby bazy danych do badań cyjanobakterii
5. Pigment sinicowy i jego charakterystyka fluorescencyjna
6. Biologia błony sinicowej w warunkach stresu ze szczególnym uwzględnieniem fotosyntezy i fotomorfogenezy
7. Cyjanobakterie i homeostaza żelaza: postęp w produkcji sideroforów i transporterów metali
8. Chaperony molekularne w fałdowaniu białek i zarządzaniu stresem u cyjanobakterii
9. Zestawy narzędzi do edycji genomu cyjanobakterii: najnowsze postępy i przyszłe prognozy dotyczące badań z zakresu biologii podstawowej i syntetycznej
10. Wpływ stosowania pestycydów na wzrost i funkcję sinic
11. Cyanoomika: postęp w dziedzinie biologii omicznej sinic ze szczególnym uwzględnieniem proteomiki i transkryptomiki
12. Glony i cyjanobakterie jako źródło nowych związków bioaktywnych do zastosowań biomedycznych
13. Małe RNA (sRNA) reagujące na stres cyjanobakterii: osoby odpowiedzialne za stres i reakcje rozwojowe
14. Fizjologiczne aspekty wiązania azotu sinicowego i jego zastosowania we współczesnych naukach
15. Aminokwasy mikosporynopodobne (MAA) w sinicach: biosynteza, funkcje i zastosowania
16. Różnicowanie heterocyst i akinet w sinicach: spojrzenie na symbiozę sinic
17. Peroksyredoksyny sinicowe i ich rola w biologii stresu sinicowego
18. Sinice jako źródło biopaliw: ostatnie postępy i zastosowania
19. Sinice jako niezbędne narzędzie do usuwania metali ciężkich ze ścieków: Postęp w dziedzinie biosorpcji
20. Dynamika szkodliwych zakwitów sinic i ich toksyn: perspektywy środowiskowe i zdrowotne oraz strategie zarządzania
21. Sinice jako źródło nanocząstek: zastosowanie i prognozy na przyszłość
22. Rola alg i sinic w bioremediacji: Perspektywy biodegradacji polietylenu
23. Sinice: Potencjalne źródło bionawozu i syntezator nanocząstek metalicznych
24. Sinice: potencjalne źródło leków przeciwnowotworowych
25. Sinice jako źródło bionawozów dla zrównoważonego rolnictwa


Jak włókna wyczuwają głód azotu?

2-oksoglutaran (2-OG) jako sygnał metaboliczny

Obecność amonu silnie hamuje różnicowanie heterocyst, podczas gdy azotan jest zwykle nieco mniej hamujący, a heterocysty są zwykle obecne przy braku związanego azotu (Flores i Herrero, 1994 Wolk i inni., 1994 Wolk, 2000 Meeks i Elhai, 2002). Zaproponowano, że u proteobakterii poziom glutaminy może sygnalizować stan azotu ( Ikeda i inni., 1996), ale nie zostało to potwierdzone w przypadku sinic (Forchhammer, 2004 Herrero i inni., 2004 ). Obie in vitro oraz in vivo dane raczej popierają tezę, że nagromadzony poziom 2-OG (zwany również α-ketoglutaranem) stanowi sygnał ograniczenia azotu w sinicach. Od dawna uważano, że cykl Krebsa u sinic może być niepełny z powodu braku aktywności dehydrogenazy 2-OG (Stanier i Cohen-Bazire, 1977). Pomysł ten jest zgodny z analizami genomowymi przeprowadzonymi na kilku szczepach sinic (Muro-Pastor i inni., 2001 Forchhammer, 2004 Herrero i inni., 2004 ). Główną funkcją 2-OG jest zatem służenie jako szkielet węglowy do asymilacji amonu poprzez cykl syntetazy glutaminowo-glutaminianowej (GS-GOGAT) ( Vàzquez-Bermùdez i inni., 2000 ). W takim przypadku 2-OG może gromadzić się w komórkach pozbawionych połączonego azotu. Hipoteza ta jest zgodna z danymi uzyskanymi przez pomiar poziomów 2-OG zarówno w sinicach jednokomórkowych, jak i nitkowatych (Muro-Pastor i inni., 2001 Laurent i inni., 2005 ). Sztucznie zwiększony poziom 2-OG naśladuje do pewnego stopnia głód azotu zarówno w szczepie jednokomórkowym Synechococcus elongatus PCC 7942 i tworzący heterocysty nitkowaty szczep Anabaena PCC 7120 (Li i inni., 2003 Vazquez-Bermùdez i inni., 2003). W tym ostatnim szczepie różnicowanie heterocyst występuje jednocześnie ze wzrostem poziomu 2-OG w warunkach umiarkowanie represyjnych. Ponieważ żaden z przebadanych do tej pory szczepów sinic nie ma systemu transportu 2-OG, nie mogą one skutecznie pobierać 2-OG dodanego do podłoża. Ten problem został elegancko rozwiązany poprzez wyrażenie kgtP, jakiś Escherichia coli gen kodujący permeazę 2-OG, w S. elongatus PCC 7942 ( Vàzquez-Bermùdez i inni., 2000 ). Podobną strategię zastosowano z Anabaena PCC 7120 (Li i inni., 2003 ).

Grupa ketonowa 2-OG bierze udział w asymilacji azotu. Aby sprawdzić, czy 2-OG stanowi sygnał o stanie azotu in vivo, zsyntetyzowano kilkanaście analogów 2-OG, zastępując grupę ketonową 2-OG przez bromowinyl, klejnot-fluorometyl lub grupy chlorowinylowe itp. (Chen, 2005). Jeden z analogów, kwas 2,2-difluoropentanodiowy (DFPA), był niezwykle przydatny w in vivo badania nad funkcją sygnalizacyjną 2-OG ( Laurent i inni., 2005 ). Po pierwsze, DFPA jest rozpoznawany i pobierany przez kgtP i stymuluje in vitro Aktywność wiązania DNA NtcA, kandydata na czujnik 2-OG. Po drugie, obecność fluoru pozwala prześledzić losy DFPA in vivo wykonując spektroskopię magnetycznego rezonansu jądrowego z magicznym aniołem (NMR). Dane NMR pokazują, że DFPA gromadzi się w komórkach i nie jest metabolizowany. Po trzecie, w porównaniu z innymi analogami, DFPA konkuruje bardzo słabo (IC50 = 13,6 mM) z 2-OG jako substratem dla dehydrogenazy 2-OG (P. Ling, dane niepublikowane) dane te sugerują, że DFPA ma jedynie ograniczony wpływ hamujący na enzymy stosujące 2-OG jako substrat. In vivoDFPA nie ma znaczącego wpływu na pobieranie i asymilację amonu. Akumulacja DFPA wyzwala rozwój heterocyst w obecności amonu. Badania te zapewniają in vivo dowody na to, że nagromadzony 2-OG służy jako sygnał ograniczający azot, wyzwalający kluczowe ścieżki sygnałowe prowadzące do różnicowania heterocyst ( Laurent i inni., 2005 Rys. 2).

Obwód regulacyjny prawdopodobnie zaangażowany we wczesne etapy rozwoju heterocyst. Procesy lub składniki promujące różnicowanie heterocyst zaznaczono na czerwono, a te hamujące tworzenie heterocyst na czarno. NtcA i HetR razem stanowią główną pętlę regulacyjną kontrolującą inicjację rozwoju heterocyst i dlatego są ukryte. Wyrażenie hetR oraz ntcA jest autoregulacyjny ( Czarny i inni., 1993 Ramasubramanian i inni., 1996 Muro-Pastor i inni., 2002 ) jak również wzajemnej zależności (Muro-Pastor i inni., 2002). Działanie CcbP podlega prawdopodobnie kontroli azotu ( Zhao i inni., 2005), ale nie ustalono jeszcze, czy czynnik taki jak NtcA może regulować działanie CcbP bezpośrednio, czy poprzez inny czynnik (oznaczony znakiem zapytania). Ustalono, że nadmierne poziomy ekspresji ccbP hamuje wzrost poziomu wolnego Ca 2+, który jest niezbędny do prawidłowej regulacji w górę hetR wyrażenie ( Zhao i inni., 2005 ). Gdzie i w jaki sposób działa wolny Ca 2+, nadal nie jest znane, a każdy z kroków związanych z auto- i wzajemną regulacją hetR-ntcA mogą być potencjalnymi celami tego procesu regulacji. Strzałka przedstawiająca działanie wolnego Ca2+ jest zatem wstępnie umieszczona nad zacienioną pętlą regulacyjną złożoną z NtcA i HetR. HetR jest niezbędny do wyrażenia patS wystąpić w rozwijających się komórkach, a PatS może z kolei hamować aktywność wiązania DNA przez HetR ( Huang i inni., 2004 ). Interakcje zachodzące między HetR i PatS mogą w istotny sposób przyczynić się do określenia typu komórki ( Yoon i Golden, 1998 2001 Huang i inni., 2004 Khudyakov i Złoty, 2004 Wu i inni., 2004 ). Wyrażenie hetC jest kontrolowany przez NtcA (Muro-Pastor i inni., 1999). Wykazano, że hetC mutant był w stanie zainicjować różnicowanie heterocyst, ale zatrzymał się na wczesnym etapie procesu, a rozwijające się komórki nie osiągnęły podczas etapu przejściowego stanu niedzielenia się (Chudyakov i Wolk, 1997 Xu i Wolk, 2001).

Kandydat na czujnik 2-OG, NtcA

Wiadomo, że poziomy 2-OG wpływają na aktywność dwóch białek w sinicach, a mianowicie PII (kodowanej przez glnB) i NtcA ( Forchhammer, 2004 Herrero i inni., 2004 ). Ostatnie dane eksperymentalne sugerują, że NtcA, a nie PII, jest głównym czujnikiem 2-OG odpowiedzialnym za inicjację różnicowania heterocyst (ryc. 2). Szczepy niosące mutant glnB allele kodujące zmienione białko PII, które jest niewrażliwe na zmiany w źródłach azotu, nadal normalnie rozwijają heterocysty, chociaż heterocysty są upośledzone funkcjonalnie ( Laurent i inni., 2004 ). Kwestią otwartą pozostaje, czy NtcA jest jedynym czujnikiem 2-OG w inicjacji rozwoju heterocyst.

NtcA jest czynnikiem transkrypcyjnym należącym do rodziny białek cyklicznego receptora AMP, który kontroluje szereg genów zaangażowanych w metabolizm azotu i węgla ( Herrero i inni., 2004 ). Jest to dobrze zakonserwowane białko w sinicach, w tym w szczepach jednokomórkowych i innych szczepach, które nie tworzą heterocyst. Dwie linie dowodów sugerują, że NtcA jest głównym czujnikiem 2-OG zaangażowanym w inicjację różnicowania heterocyst. Pierwsze dowody dostarczyły badania genetyczne, które wykazały, że ntcA jest niezbędna do zainicjowania różnicowania heterocyst (przegląd, patrz Golden i Yoon, 2003 Herrero i inni., 2004 ). Drugim było odkrycie, że aktywność wiązania DNA przez NtcA jest stymulowana przez obecność 2-OG i analogu 2-OG DFPA (Laurent i inni., 2005 ). Ponadto w jednokomórkowej cyjanobakterii S. elongatus PCC 7942, sam NtcA jest w stanie wiązać się z regionami promotorowymi swoich genów docelowych ( Tanigawa i inni., 2002 Vàzquez-Bermùdez i inni., 2002), ale transkrypcja nie rozpocznie się, jeśli nie będzie obecny 2-OG (Tanigawa i inni., 2002 ).

Stężenia progowe 2-OG i zachowanie komórek

Amon jest korzystnym źródłem azotu dla cyjanobakterii, ponieważ może być bezpośrednio asymilowany w cyklu GS-GOGAT, podczas gdy azotan musi być redukowany przez reduktazę azotanową i reduktazę azotynową do amonu (Flores i Herrero, 1994). Amon sprawuje globalną kontrolę nad wykorzystaniem alternatywnych źródeł azotu, a kontrola ta odbywa się za pośrednictwem NtcA ( Herrero i inni., 2004 ). Gdy azotan zastępuje amon, NtcA aktywuje geny zaangażowane w pobieranie i redukcję azotanów. Istnieją dobre powody, by sądzić, że poziom 2-OG jest również zaangażowany w regulację wychwytu i wykorzystania azotanów, przynajmniej przez jednokomórkowy szczep sinic (Vàzquez-Bermùdez i inni., 2003). Jeśli te same pierwiastki, NtcA i 2-OG, kontrolują zarówno wykorzystanie azotanów, jak i rozwój heterocyst, w jaki sposób azotan może nadal hamować rozwój heterocyst? Jedno dość prawdopodobne wyjaśnienie opiera się na założeniu, że 2-OG osiąga różne stężenia komórkowe, które służą jako progi, powyżej których aktywowane jest wykorzystanie azotanów lub tworzenie heterocyst. Różne wewnątrzkomórkowe poziomy 2-OG zostały zmierzone doświadczalnie w jednokomórkowej cyjanobakterii Synechocystis Sp. PCC 6803 (Muro-Pastor i inni., 2001 ) i Anabaena PCC 7120, chociaż zmiany poziomu 2-OG w tym drugim organizmie występowały w węższym zakresie niż obserwowane w przypadku szczepów jednokomórkowych ( Laurent i inni., 2005 S. Laurent, niepubl. wyniki). W obecności amonu 2-OG pozostaje na niskim poziomie ( Muro-Pastor i inni., 2001 Laurent i inni., 2005 ). Gdy azotan jest jedynym dostępnym źródłem azotu, 2-OG osiąga poziom, który może wystarczyć, aby umożliwić NtcA aktywację genów zaangażowanych w pobieranie i asymilację azotanów, ale nie aktywację kaskady regulacyjnej prowadzącej do rozwoju heterocyst. Kiedy włókna są pozbawione połączonego azotu, 2-OG gromadzi się do najwyższego poziomu ( Muro-Pastor i inni., 2001 Laurent i inni., 2005 ) oraz efekt autoregulacyjny ntcA ekspresja genów może dodatkowo wzmacniać sygnał głodu azotu i prowadzić do ekspresji hetR (Muro-Pastor i inni., 2002), gen niezbędny do różnicowania heterocyst (Buikema i Haselkorn, 1991). Gdy pozbawione połączonego azotu, geny zaangażowane w wykorzystanie alternatywnych źródeł azotu, takich jak azotan, są również silnie aktywowane (Cai i Wolk, 1997). Jeśli dostępne jest alternatywne źródło azotu, proces różnicowania heterocyst może zostać odwrócony (ryc. 2).


Sinice nitkowate, tworzące heterocysty, stanowią prawdziwy przykład wielokomórkowości bakterii. Podczas podziału komórki powstałe komórki potomne nie rozdzielają się jak w przypadku bakterii jednokomórkowych, ale pozostają związane przez nierozszczepioną błonę zewnętrzną, która warunkuje obecność ciągłej wspólnej peryplazmy, oraz przez struktury białkowe&mdashPołączenia przegrodowe&mdash, które oprócz adhezji zapewniają kanały wymiany międzykomórkowej metabolitów i cząsteczek regulatorowych. Ponadto te cyjanobakterie mogą podejmować różne ścieżki rozwojowe w odpowiedzi na różne sygnały środowiskowe. Jednym z nich jest różnicowanie niektórych komórek włókna w heterocysty, komórki wyspecjalizowane w wiązaniu azotu atmosferycznego, co ma miejsce w warunkach niedoboru azotu.

Różnicowanie heterocyst obejmuje wiele zmian morfologicznych i biochemicznych, które umożliwiają wydajne działanie kompleksu nitrazy, w tym dostarczanie równoważników redukujących i energii oraz konformację mikrooksycznej cytoplazmy. Wszystkie te zmiany komórkowe wynikają z rozległego programu regulacji ekspresji genów, który w niezwykły sposób wykazuje precyzyjną swoistość czasoprzestrzenną. Rzeczywiście, heterocysty są rozmieszczone półregularnie, często występując oddzielone odcinkami około. 10 do 15 komórek wegetatywnych wzdłuż włókna, jak stwierdzono w szczepie modelowym Anabaena Sp. PCC 7120. Ponieważ heterocysty oddają związany azot komórkom wegetatywnym, podczas gdy te wykonują fotosyntetyczne wiązanie CO2 i dostarczają heterocystom zredukowanego węgla, diazotroficzne włókno cyjanobakterii spełnia ostateczną cechę organizmów wielokomórkowych, a mianowicie podział pracy pomiędzy różne typy komórek.

To specjalne wydanie Życie zawiera przeglądowe i oryginalne artykuły badawcze dotyczące złożoności cyjanobakterii tworzących heterocysty, regulacji ekspresji genów podczas różnicowania heterocyst, wzorcowania heterocyst i komunikacji międzykomórkowej.

prof. dr Antonia Herrero Moreno
prof. dr Enrique Flores García
Redaktorzy gości

Informacje o przesłaniu rękopisu

Manuskrypty należy przesyłać online pod adresem www.mdpi.com, rejestrując się i logując na tej stronie. Po zarejestrowaniu kliknij tutaj, aby przejść do formularza zgłoszeniowego. Manuskrypty można nadsyłać do terminu. Wszystkie artykuły będą recenzowane. Zaakceptowane artykuły będą publikowane na bieżąco w czasopiśmie (po zaakceptowaniu) i zostaną umieszczone razem na specjalnej stronie internetowej. Zapraszamy artykuły naukowe, artykuły przeglądowe oraz krótkie komunikaty. W przypadku planowanych referatów tytuł i krótkie streszczenie (ok. 100 słów) można przesłać do Redakcji w celu ogłoszenia na tej stronie.

Przesłane manuskrypty nie powinny być wcześniej publikowane, ani nie powinny być brane pod uwagę do publikacji w innym miejscu (z wyjątkiem materiałów konferencyjnych). Wszystkie rękopisy są dokładnie recenzowane w ramach procesu recenzowania opartego na jednej ślepej próbie. Przewodnik dla autorów i inne istotne informacje dotyczące przesyłania rękopisów są dostępne na stronie Instrukcje dla autorów. Życie jest międzynarodowym recenzowanym miesięcznikiem o otwartym dostępie, wydawanym przez MDPI.

Przed przesłaniem rękopisu odwiedź stronę Instrukcje dla autorów. Opłata za przetwarzanie artykułu (APC) za publikację w tym czasopiśmie o otwartym dostępie wynosi 1600 CHF (franków szwajcarskich). Przesyłane artykuły powinny być dobrze sformatowane i zawierać dobrą znajomość języka angielskiego. Autorzy mogą korzystać z usługi redakcyjnej MDPI w języku angielskim przed publikacją lub podczas poprawiania autorów.


Ograniczone różnicowanie komórkowe we włóknach sinicowych

Chociaż powszechnie uważa się je za proste organizmy, które rosną jako pojedyncze komórki, wiele bakterii może rosnąć jako włókna złożone z łańcuchów komórek. W cyjanobakteriach, prokariotach, które wykonują fotosyntezę z wydzielaniem tlenu, formy nitkowate rozwinęły się na wczesnym etapie ewolucji (1). W najbardziej złożonych sinicach nitkowatych można znaleźć aż cztery typy komórek: komórki wegetatywne wykonujące fotosyntezę tlenową i towarzyszące CO2 utrwalanie komórek hormogonii, które są małymi ruchliwymi włóknami, często zbudowanymi z małych komórek akinetycznych, które są komórkami spoczynkowymi i heterocystami, które są terminalnie zróżnicowanymi komórkami wyspecjalizowanymi w wiązaniu azotu atmosferycznego (2, 3). W włóknie cyjanobakterii heterocysty różnicują się od niektórych komórek wegetatywnych w odpowiedzi na niedobór azotu (2 –4). W sinicach z rodzajów Anabaena lub Nostoc, heterocysty tworzą interkalarnie wzdłuż włókna, tworząc nielosowy wzór od jednej heterocysty do około 10 do 15 komórek wegetatywnych. Czy jednak jakakolwiek komórka we włóknie może różnicować się w heterocystę? W PNAS Risser i in. (5) przedstawiają dowody zgodne z ideą, że w danym czasie tylko niektóre komórki we włóknie mają zdolność różnicowania się.

Azotogenaza, enzym katalizujący N2 wiązanie wytwarzające amoniak jest nietrwałe w obecności tlenu, ale heterocysty zapewniają dla swojej funkcji środowisko mikrooksyczne (2 –4). Proces różnicowania heterocyst obejmuje wykonanie specyficznego programu ekspresji genów, który obejmuje indukcję genów regulatorowych, z których część działa na wczesnym etapie procesu, oraz genów kodujących białka różnicowania morfologicznego i biochemicznego heterocysty, w tym nitrazę (6). Gdy źródło połączonego azotu zostanie wyczerpane z pożywki hodowlanej, komórki w włóknie wyczuwają głód azotu jako wzrost poziomu komórkowego 2-oksoglutaranu, metabolitu, do którego amoniak jest włączany na szlaku syntetazy glutaminowej–syntazy glutaminianowej, aby wyprodukować materiał organiczny zawierający azot (2). 2-oksoglutaran jest pozytywnym efektorem NtcA, czynnika transkrypcyjnego, który wyzwala ekspresję genów kodujących białka asymilacji źródeł azotu alternatywnego do amoniaku, preferowanego źródła azotu (2, 7). Aby specyficznie promować różnicowanie heterocyst, wymagany jest inny regulator, HetR, który wydaje się być również czynnikiem transkrypcyjnym (8). Indukcja ntcA oraz hetR po pozbawieniu azotu jest wzajemnie zależne wytwarzanie pętli amplifikacji ekspresji genów (9). Tak więc po pozbawieniu azotu komórki (lub przynajmniej niektóre komórki) we włóknie doświadczają pozytywnej odpowiedzi na różnicowanie. Ponieważ jednak włókno nie może zawierać zbyt wielu heterocyst, które nie przeprowadzają fotosyntetycznego wiązania CO2, odgrywają rolę negatywne elementy przeciwdziałające pozytywnym regulatorom. ten patS oraz hetN geny kodują polipeptydy zawierające konserwatywną sekwencję aminokwasową (RGSGR), która hamuje różnicowanie heterocyst (10, 11). Pochodzący z PatS peptyd wytwarzany przez niektóre komórki na wczesnym etapie różnicowania, a HetN lub związek pokrewny HetN wytwarzany przez dojrzałe heterocysty hamują różnicowanie pobliskich komórek w procesie, który można opisać jako hamowanie boczne, co prawdopodobnie obejmuje interakcję z HetR (12 , 13). The interplay between positive and negative regulators appears to be widely used in the development of spatial patterns in metazoans (14), and it also plays a key role in the development of the diazotrophic cyanobacterial filament.

Investigating Nostoc punkcikowaty (Rys. 1A), a filamentous cyanobacterium capable of producing the four different cell types described earlier, Risser et al. (5) identify a gene, patN, whose mutation increases the frequency of heterocysts. w patN mutant, vegetative cell intervals between heterocysts are shorter than in the wild type, but the distribution of heterocysts in the filaments is still nonrandom. Thus, the PatS- and HetN-dependent lateral inhibition seems to operate in the patN mutant, and inhibition of differentiation by PatS has indeed been corroborated (5). Analyzing the fluorescence from a PatN-GFP fusion protein, Risser et al. observe the protein in the periphery of the cell, consistent with a cytoplasmic membrane location, but with an uneven distribution between cells. Further, a dynamic pattern of localization was apparent (5). Before cell division, PatN-GFP localizes to one half of the cell, resulting in inheritance of PatN-GFP in only one of the two daughter cells, but both cells eventually accumulate PatN-GFP in the half of the cell proximal to the most recently formed intercellular septum. Thus, in each round of cell division, some cells result that are transiently devoid of PatN-GFP (Fig. 1b). It is postulated that PatN impedes heterocyst differentiation and that the cells lacking (or having a low concentration of) PatN are poised to differentiate if nitrogen deficiency is sensed. Thus, biased inheritance of a cell fate determinant, likely a universal theme in biology (15), would also play a role in the development of the diazotrophic cyanobacterial filament.

(A) Filaments of N. punctiforme containing photosynthetic vegetative cells and N2-fixing heterocysts (arrowheads). (Micrograph courtesy of José E. Frías, Consejo Superior de Investigaciones Cientificas, Seville, Spain.) (b) Scheme of a N. punctifome filament showing the uneven distribution and biased inheritance of PatN [after Risser et al. (5)]. PatN location in the cytoplasmic membrane is noted in orange. Cells in the filament at top are not necessarily synchronous, but cells a and b are sister cells (one without PatN, the other with PatN) resulting from a recent cell division. ten patN gene is constitutive, and the PatN protein eventually localizes to the half of the cell adjacent to the most recently formed intercellular septum. After cell division 1, PatN is inherited in only one cell of each pair of daughter cells (a′ from a b′ from b), but patN is expressed and PatN is localized close to the new septa in cells a′ and a′′, as well as in cells b′ and b′′. After cell division 2, cells with and without PatN are again produced. Cells transiently devoid of PatN (after cell division 2, a′′2, a′1, b′1, and b′′2) are poised to differentiate if nitrogen starvation is sensed.

Two important questions arise. First, how is the asymmetric distribution of PatN established? Second, how does PatN impede cell differentiation? First, analyzing a transcriptional fusion of the gfp gene to the patN gene promoter, Risser et al. (5) show that the expression of patN takes place in all cells of the filament when they grow in the presence of ammonium, as well as after nitrogen deprivation. This implies that the uneven distribution of PatN in the filaments results from posttranslational regulation rather than from differential gene expression. Therefore, a mechanism for the dynamic localization of PatN resulting in an asymmetric distribution in the cyanobacterial filament is there to be uncovered. Second, by using DNA microarray analysis, the authors find that PatN affects the expression of some genes, including patA (5). Mutants of this gene form heterocysts preferentially at the filaments termini (16), and PatA is postulated to counteract the negative effects of PatS- and HetN-related regulators on heterocyst differentiation (2, 4). By performing genetic analysis, Risser et al. (5) find that patA jest epistatyczny do patN (i.e., in a patA mutant, the phenotype associated with

Risser et al. now identify a factor putatively influencing biased initiation of heterocyst differentiation.

a patN mutation is not observed), which is consistent with the hypothesis that PatN acts by negatively affecting expression of patA, although other targets of PatN may also exist (5). PatN bears a predicted transmembrane segment (consistent with a cytoplasmic membrane location, as noted earlier), but has no obvious DNA binding motifs, which calls for further intermediary factors to influence gene expression.

A two-stage model of heterocyst differentiation involving biased initiation followed by competitive resolution has been previously proposed (3). Whereas experimental support for competitive resolution of cells simultaneously starting differentiation was available (10 ⇓ ⇓ –13), Risser et al. (5) now identify a factor putatively influencing biased initiation of heterocyst differentiation. Genes encoding homologues to PatN are present in all heterocyst-forming cyanobacteria for which the complete genomic sequence is available, indicating that PatN may generally participate in heterocyst differentiation. Evolution has worked producing complex organisms in the most distant phylogenetic groups, but the evidence that general principles govern the development of biological patterns in distant organisms, from cyanobacteria to metazoans, illustrates the unity that underlies diversity in biology.


Effect on heterocyst differentiation of nitrogen fixation in vegetative cells of the cyanobacterium Anabaena variabilis ATCC 29413

Heterocysts are terminally differentiated cells of some filamentous cyanobacteria that fix nitrogen for the entire filament under oxic growth conditions. Anabaena variabilis ATCC 29413 is unusual in that it has two Mo-dependent nitrogenases one, called Nif1, functions in heterocysts, while the second, Nif2, functions under anoxic conditions in vegetative cells. Both nitrogenases depended on expression of the global regulatory protein NtcA. It has long been thought that a product of nitrogen fixation in heterocysts plays a role in maintenance of the spaced pattern of heterocyst differentiation. This model assumes that each cell in a filament senses its own environment in terms of nitrogen sufficiency and responds accordingly in terms of differentiation. Expression of the Nif2 nitrogenase under anoxic conditions in vegetative cells was sufficient to support long-term growth of a nif1 mutant however, that expression did not prevent differentiation of heterocysts and expression of the nif1 nitrogenase in either the nif1 mutant or the wild-type strain. This suggested that the nitrogen sufficiency of individual cells in the filament did not affect the signal that induces heterocyst differentiation. Perhaps there is a global mechanism by which the filament senses nitrogen sufficiency or insufficiency based on the external availability of fixed nitrogen. The filament would then respond by producing heterocyst differentiation signals that affect the entire filament. This does not preclude cell-to-cell signaling in the maintenance of heterocyst pattern but suggests that overall control of the process is not controlled by nitrogen insufficiency of individual cells.

Figury

Promoter region of nifH2 oraz…

Promoter region of nifH2 and NtcA-dependent expression of Nif2. (A) Sequence of the…

Growth and heterocyst differentiation in…

Growth and heterocyst differentiation in JE994 (⧫), FD (✚), and NF76 (●) cultures…

Effect of exogenous ammonium on…

Effect of exogenous ammonium on heterocyst differentiation. Cells grown with 5.0 mM NH…

Synthesis of NifH1 and NifH2…

Synthesis of NifH1 and NifH2 proteins in cells grown under anoxic conditions. (A)…

In situ expression of nif2…

In situ expression of nif2 . Strain JE35 ( nif2 :: lacZ fusion)…


Nelson, N. & Yocum, C. F. Structure and function of photosystems I and II. Annu. Rev. Plant Biol. 57, 521–565 (2006).

Wei, X. et al. Structure of spinach photosystem II–LHCII supercomplex at 3.2 Å resolution. Natura 534, 69–74 (2016).

van Bezouwen, L. S. et al. Subunit and chlorophyll organization of the plant photosystem II supercomplex. Nat. Rośliny 3, 17080 (2017).

Umena, Y., Kawakami, K., Shen, J. R. & Kamiya, N. Crystal structure of oxygen-evolving photosystem II at a resolution of 1.9 Å. Natura 473, 55–60 (2011).

Suga, M. et al. Native structure of photosystem II at 1.95 Å resolution viewed by femtosecond X-ray pulses. Natura 517, 99–103 (2015).

Takahashi, Y., Koike, H. & Katoh, S. Multiple forms of chlorophyll–protein complexes from a thermophilic cyanobacterium Synechokoki Sp. Łuk. Biochem Biophys. 219, 209–218 (1982).

Jordan, P. et al. Three-dimensional structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 Å resolution. Natura 411, 909–917 (2001).

Su, X. et al. Structure and assembly mechanism of plant C2S2M2-type PSII–LHCII supercomplex. Nauki ścisłe 357, 815–820 (2017).

Mazor, Y., Borovikova, A., Caspy, I. & Nelson, N. Structure of the plant photosystem I supercomplex at 2.6 Å resolution. Nat. Rośliny 3, 17014 (2017).

Qin, X., Suga, M., Kuang, T. & Shen, J. R. Photosynthesis. Structural basis for energy transfer pathways in the plant PSI–LHCI supercomplex. Nauki ścisłe 348, 989–995 (2015).

Mazor, Y., Nataf, D., Toporik, H. & Nelson, N. Crystal structures of virus-like photosystem I complexes from the mesophilic cyanobacterium Synechocystis PCC 6803. e-życie 3, e01496 (2013).

Pan, X. et al. Structure of the maize photosystem I supercomplex with light-harvesting complexes I and II. Nauki ścisłe 360, 1109–1113 (2018).

Malavath, T., Caspy, I., Netzer-El, S. Y., Klaiman, D. & Nelson, N. Structure and function of wild-type and subunit-depleted photosystem I in Synechocystis. Biochim. Biofizyka. Acta Bioenerg. 1859, 645–654 (2018).

Rögner, M., Mühlenhoff, U., Boekema, E. J. & Witt, H. T. Mono-, di- and trimeric PS I reaction center complexes isolated from the thermophilic cyanobacterium Synechokoki Sp. Biochim. Biofizyka. Acta Bioenerg. 1015, 415–424 (1990).

Chitnis, V. P. & Chitnis, P. R. PsaL subunit is required for the formation of photosystem-I trimers in the cyanobacterium Synechocystis Sp. PCC 6803. Febs Lett. 336, 330–334 (1993).

Xu, Q. et al. Mutational analysis of photosystem I polypeptides in the cyanobacterium Synechocystis Sp. PCC 6803. targeted inactivation of psaI reveals the function of psaI in the structural organization of psaL. J. Biol. Chem. 270, 16243–16250 (1995).

Ben-Shem, A., Frolow, F. & Nelson, N. Light-harvesting features revealed by the structure of plant photosystem I. Photosynth Res 81, 239–250 (2004).

Nelson, N. & Ben-Shem, A. The structure of photosystem I and evolution of photosynthesis. Bioeseje 27, 914–922 (2005).

Amunts, A. & Nelson, N. Functional organization of a plant photosystem I: evolution of a highly efficient photochemical machine. Fizjol roślin. Biochem. 46, 228–237 (2008).

Semchonok, D. A., Li, M., Bruce, B. D., Oostergetel, G. T. & Boekema, E. J. Cryo-EM structure of a tetrameric cyanobacterial photosystem I complex reveals novel subunit interactions. Biochim. Biofizyka. Acta 1857, 1619–1626 (2016).

Li, M., Semchonok, D. A., Boekema, E. J. & Bruce, B. D. Characterization and evolution of tetrameric photosystem I from the thermophilic cyanobacterium Chroococcidiopsis Sp. TS-821. Komórka roślinna 26, 1230–1245 (2014).

Watanabe, M., Kubota, H., Wada, H., Narikawa, R. & Ikeuchi, M. Novel supercomplex organization of photosystem I in anabaena and cyanophora paradoxa. Fizjol komórek roślinnych. 52, 162–168 (2011).

Flores, E., Picossi, S., Valladares, A. & Herrero, A. Transcriptional regulation of development in heterocyst-forming cyanobacteria. Biochim. Biofizyka. Acta Gene Regul. Mech. 1862, 673–684 (2019).

Wolk, C. P., Ernst, A. & Elhai, J. in The Molecular Biology of Cyanobacteria (ed. Bryant, D. A.) 769–823 (Springer Netherlands, 1994).

Kastner, B. et al. GraFix: sample preparation for single-particle electron cryomicroscopy. Nat. Metody 5, 53–55 (2008).

Fromme, P., Jordan, P. & Krauss, N. Structure of photosystem I. Biochim. Biofizyka. Acta 1507, 5–31 (2001).

Grotjohann, I. & Fromme, P. Structure of cyanobacterial photosystem I. Photosynth. Res. 85, 51–72 (2005).

Mizusawa, N., Sakata, S., Sakurai, I., Sato, N. & Wada, H. Involvement of digalactosyldiacylglycerol in cellular thermotolerance in Synechocystis Sp. PCC 6803. Łuk. Mikrobiol. 191, 595–601 (2009).

Mizusawa, N., Sakurai, I., Sato, N. & Wada, H. Lack of digalactosyldiacylglycerol increases the sensitivity of Synechocystis Sp. PCC 6803 to high light stress. FEBS Lett. 583, 718–722 (2009).

Sato, N. Roles of the acidic lipids sulfoquinovosyl diacylglycerol and phosphatidylglycerol in photosynthesis: their specificity and evolution. J. Plant Res. 117, 495–505 (2004).

Domonkos, I. et al. Phosphatidylglycerol is essential for oligomerization of photosystem I reaction center. Fizjol roślin. 134, 1471–1478 (2004).

Schluchter, W. M., Shen, G., Zhao, J. & Bryant, D. A. Characterization of psaI and psaL mutants of Synechokoki Sp. strain PCC 7002: a new model for state transitions in cyanobacteria. Fotochem. Photobio. 64, 53–66 (1996).

Aspinwall, C. L., Sarcina, M. & Mullineaux, C. W. Phycobilisome mobility in the cyanobacterium Synechokoki Sp. PCC7942 is influenced by the trimerisation of photosystem I. Photosynth Res 79, 179 (2004).

Chang, L. et al. Structural organization of an intact phycobilisome and its association with photosystem II. Komórka Res. 25, 726–737 (2015).

Watanabe, M. et al. Attachment of phycobilisomes in an antenna-photosystem I supercomplex of cyanobacteria. Proc. Natl Acad. Nauka. USA 111, 2512–2517 (2014).

Myers, J. Is there significant cyclic electron flow around photoreaction 1 in cyanobacteria? Photosynth. Res. 14, 55–69 (1987).

Gao, F. et al. The NDH-1L–PSI supercomplex is important for efficient cyclic electron transport in cyanobacteria. Fizjol roślin. 172, 1451–1464 (2016).

Peltier, G., Aro, E. M. & Shikanai, T. NDH-1 and NDH-2 plastoquinone reductases in oxygenic photosynthesis. Annu. Rev. Plant Biol. 67, 55–80 (2016).

Peng, L. & Shikanai, T. Supercomplex formation with photosystem I is required for the stabilization of the chloroplast NADH dehydrogenase-like complex in Arabidopsis. Fizjol roślin. 155, 1629–1639 (2011).

Kato, Y., Sugimoto, K. & Shikanai, T. NDH-PSI supercomplex assembly precedes full assembly of the NDH complex in chloroplast. Fizjol roślin. 176, 1728–1738 (2018).

Xu, M., Lv, J., Fu, P. & Mi, H. Oscillation kinetics of post-illumination increase in Chl fluorescence in cyanobacterium Synechocystis PCC 6803. Z przodu. Plant Sci. 7, 108 (2016).

Kondo, K., Mullineaux, C. W. & Ikeuchi, M. Distinct roles of CpcG1-phycobilisome and CpcG2-phycobilisome in state transitions in a cyanobacterium Synechocystis Sp. PCC 6803. Photosynth. Res. 99, 217–225 (2009).

Deng, G., Liu, F., Liu, X. & Zhao, J. Significant energy transfer from CpcG2-phycobilisomes to photosystem I in the cyanobacterium Synechokoki Sp. PCC 7002 in the absence of ApcD-dependent state transitions. FEBS Lett. 586, 2342–2345 (2012).

Bauer, C. C., Buikema, W. J., Black, K. & Haselkorn, R. A short-filament mutant of Anabaena Sp. strain PCC-7120 that fragments in nitrogen-deficient medium. J. Bakteriol. 177, 1520–1526 (1995).

Shi, L. et al. Two genes encoding protein kinases of the HstK family are involved in synthesis of the minor heterocyst-specific glycolipid in the cyanobacterium Anabaena Sp. strain PCC 7120. J. Bakteriol. 189, 5075–5081 (2007).

Zheng, Z. G. et al. An amidase is required for proper intercellular communication in the filamentous cyanobacterium Anabaena Sp. PCC 7120. Proc. Natl Acad. Nauka. USA 114, E1405–E1412 (2017).

Ohki, K. & Fujita, Y. Photoregulation of phycobilisome structure during complementary chromatic adaptation in the marine cyanophyte Phormidium Sp. C86. J. Phycol. 28, 803–808 (1992).

Klodawska, K. et al. Elevated growth temperature can enhance photosystem I trimer formation and affects xanthophyll biosynthesis in cyanobacterium Synechocystis Sp. PCC 6803 cells. Fizjol komórek roślinnych. 56, 558–571 (2015).

Schuller, J. M. et al. Structural adaptations of photosynthetic complex I enable ferredoxin-dependent electron transfer. Nauki ścisłe 363, 257–260 (2019).

Rippka, R., Deruelles, J., Waterbury, J. B., Herdman, M. & Stanier, R. Y. Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyanobacteria. J. Gen. Microbiol. 111, 1–61 (1979).

Gibson, D.G. i in. Enzymatic assembly of DNA molecules up to several hundred kilobases. Nat. Metody 6, 343–345 (2009).

Elhai, J. & Wolk, C. P. Conjugal transfer of DNA to cyanobacteria. Metody Enzymol. 167, 747–754 (1988).

Zhao, W., Ye, Z. & Zhao, J. RbrA, a cyanobacterial rubrerythrin, functions as a FNR-dependent peroxidase in heterocysts in protection of nitrogenase from damage by hydrogen peroxide in Anabaena Sp. PCC 7120. Mol. Mikrobiol. 66, 1219–1230 (2007).

Black, K., Buikema, W. J. & Haselkorn, R. The hglK gene is required for localization of heterocyst-specific glycolipids in the cyanobacterium Anabaena Sp. strain PCC 7120. J. Bakteriol. 177, 6440–6448 (1995).

Zhao, J., Shen, G. & Bryant, D. A. Photosystem stoichiometry and state transitions in a mutant of the cyanobacterium Synechokoki Sp. PCC 7002 lacking phycocyanin. Biochim. Biofizyka. Acta 1505, 248–257 (2001).

Liu, X. et al. Effects of PSII manganese-stabilizing protein succinylation on photosynthesis in the model cyanobacterium Synechokoki Sp. PCC 7002. Fizjol komórek roślinnych. 59, 1466–1482 (2018).

Shikanai, T. et al. Directed disruption of the tobacco ndhB gene impairs cyclic electron flow around photosystem I. Proc. Natl Acad. Nauka. USA 95, 9705–9709 (1998).

Mastronarde, D. N. Automated electron microscope tomography using robust prediction of specimen movements. J. Strut. Biol. 152, 36–51 (2005).

Zheng, S. Q. et al. MotionCor2: anisotropic correction of beam-induced motion for improved cryo-electron microscopy. Nat. Metody 14, 331–332 (2017).

Zhang, K. Gctf: real-time CTF determination and correction. J. Strut. Biol. 193, 1–12 (2016).

Kimanius, D., Forsberg, B. O., Scheres, S. H. & Lindahl, E. Accelerated cryo-EM structure determination with parallelisation using GPUs in RELION-2. e-życie 5, e18722 (2016).

Zivanov, J. et al. New tools for automated high-resolution cryo-EM structure determination in RELION-3. e-życie 7, e42166 (2018).

Kucukelbir, A., Sigworth, F. J. & Tagare, H. D. Quantifying the local resolution of cryo-EM density maps. Nat. Metody 11, 63–65 (2014).

Pettersen, E. F. et al. UCSF Chimera: a visualization system for exploratory research and analysis. J. Komputer. Chem. 25, 1605–1612 (2004).

Emsley, P., Lohkamp, B., Scott, W. G. & Cowtan, K. Features and development of coot. Acta Crystallogr. D 66, 486–501 (2010).

Adams, P.D. i in. PHENIX: a comprehensive python-based system for macromolecular structure solution. Acta Crystallogr. D 66, 213–221 (2010).

Chen, V. B. et al. MolProbity: all-atom structure validation for macromolecular crystallography. Acta Crystallogr. D 66, 12–21 (2010).

Cao, L.-R. i in. Recent developments in using molecular dynamics simulation techniques to study biomolecules. Acta Physico-Chimica Sinica 33, 1354–1365 (2017).

Peng, X., Zhang, Y., Chu, H. & Li, G. Free energy simulations with the AMOEBA polarizable force field and metadynamics on GPU platform. J. Komputer. Chem. 37, 614–622 (2016).

Peng, X. et al. Accurate evaluation of ion conductivity of the gramicidin a channel using a polarizable force field without any corrections. J.Chem. Teoria obliczeń. 12, 2973–2982 (2016).

Peng, X. et al. Integrating multiple accelerated molecular dynamics to improve accuracy of free energy calculations. J.Chem. Teoria obliczeń. 14, 1216–1227 (2018).

Lee, J. i in. CHARMM-GUI input generator for NAMD, GROMACS, AMBER, OpenMM, and CHARMM/OpenMM simulations using the CHARMM36 additive force field. J.Chem. Teoria obliczeń. 12, 405–413 (2016).

Klauda, J. B. et al. Update of the CHARMM all-atom additive force field for lipids: validation on six lipid types. J. Fiz. Chem. b 114, 7830–7843 (2010).

Phillips, J. C. et al. Scalable molecular dynamics with NAMD. J. Komputer. Chem. 26, 1781–1802 (2005).

Monticelli, L. et al. The MARTINI coarse-grained force field: extension to proteins. J.Chem. Teoria obliczeń. 4, 819–834 (2008).

de Jong, D. H. et al. Improved parameters for the martini coarse-grained protein force field. J.Chem. Teoria obliczeń. 9, 687–697 (2013).

van Eerden, F. J., de Jong, D. H., de Vries, A. H., Wassenaar, T. A. & Marrink, S. J. Characterization of thylakoid lipid membranes from cyanobacteria and higher plants by molecular dynamics simulations. Biochim. Biofizyka. Acta 1848, 1319–1330 (2015).

de Jong, D. H. et al. Atomistic and coarse grain topologies for the cofactors associated with the photosystem II core complex. J. Fiz. Chem. b 119, 7791–7803 (2015).

van der Spoel, D. et al. GROMACS: fast, flexible, and free. J. Komputer. Chem. 26, 1701–1718 (2005).

Tironi, I. G., Sperb, R., Smith, P. E. & Vangunsteren, W. F. A generalized reaction field method for molecular-dynamics simulations. J.Chem. Fiz. 102, 5451–5459 (1995).

Bussi, G., Donadio, D. & Parrinello, M. Canonical sampling through velocity rescaling. J.Chem. Fiz. 126, 014101 (2007).

Parrinello, M. & Rahman, A. Polymorphic transitions in single-crystals: a new molecular-dynamics method. J. Appl. Fiz. 52, 7182–7190 (1981).

Laio, A. & Parrinello, M. Escaping free-energy minima. Proc. Natl Acad. Nauka. USA 99, 12562–12566 (2002).

Tribello, G. A., Bonomi, M., Branduardi, D., Camilloni, C. & Bussi, G. PLUMED 2: new feathers for an old bird. Komputer. Fiz. Komunia. 185, 604–613 (2014).


HETEROCYST FORMATION

AbstrakcyjnyHeterocysts are microaerobic, N2-fixing cells that form in a patterned array within O2-producing filamentous cyanobacteria. Structural features of heterocysts can be predicted from consideration of their physiology. This review focuses on the spacing mechanism that determines which cells will differentiate, and on the regulation of the progression of the differentiation process. Applicable genetic tools, developed primarily using Anabaena PCC 7120, but employed also with Nostoc spp., are reviewed. These tools include localization of transcription using fusions to luks, lac, oraz gfp, and mutagenesis with oriV-containing derivatives of transposon Tn5. Mature and developing heterocysts inhibit nearby vegetative cells from differentiating genes patA, devA, hetC, a hetMNI locus may hold keys to understanding intercellular interactions that influence heterocyst formation. Regulatory and other genes that are transcriptionally activated at different times after nitrogen stepdown have been identified, and should permit analysis of mechanisms that underlie the progression of heterocyst differentiation.


Wstęp

The formation of multicellular organisms from the assembly of single-celled ones constitutes one of the most striking and complex problems tackled by biology. The most salient feature that characterizes multicellular organisms is the presence of different cell types, in such a way that the organism associates a different function to each cell type. In each of these cellular types, only a subset of the genes that constitute the genome of the organism (genotype) are expressed, which identify the function and morphology of the cell (phenotype). The development of specialized cells involves differentiation processes, which lead to alterations in gene expression producing different phenotypes from a given genotype. These processes are highly dynamical, directed by complex regulatory networks involving cell-to-cell interactions, and often triggered by external stimuli. As a result of the differentiation processes a rich cooperative pattern involving different cell types is established, increasing the complexity and adaptability of the organism. Due to the large number of scales involved, ranging from protein binding to diffusion of specific elements throughout the organism, a correct mathematical modeling of differentiation processes and their associated pattern formation demands an integrative approach combining tools from statistical mechanics and the theory of dynamical systems (see [1, 2] for instance).

A landmark process of (prokaryotic) cellular differentiation and cooperative pattern formation is the heterocyst differentiation in cyanobacteria filaments [3, 4]. Cyanobacteria are one of the first organisms that developed multicellularity some (2–3) billion years ago [5]. These bacteria perform oxygenic photosynthesis releasing oxygen to the environment. However, nitrogenase, the enzyme that performs nitrogen fixation, is deactivated by oxygen so that nitrogen fixation cannot occur in its presence [6]. Cyanobacteria solve the incompatibility of incorporating both oxygenic photosynthesis and nitrogen fixation by separating these processes (i) temporally, such as in the unicellular Cyanothece sp. strain ATCC 51142, which presents photosynthetic activity during the day and fixes nitrogen during the night [7], or (ii) spatially, by the generation of non-photosynthetic nitrogen-fixing cells distributed along the filament and acting as nitrogen suppliers.

In the presence of combined nitrogen (such as nitrate, nitrite, ammonium or urea), most cyanobacteria (Anabaena PCC strain 7120 being the most representative example) form long filaments of photosynthetic vegetative cells. However, in the absence of combined nitrogen (cN), a subset of the vegetative cells differentiate into heterocysts, which are terminally differentiated nitrogen-fixing cells. By differentiating, heterocysts lose their photosynthetic capacity, so they require an external source of fixed carbon [8, 9]. To this aim, each forming heterocyst sends a signal, by means of the production of some substance that diffuses along the filament, to prevent the differentiation of its neighboring cells. A cooperative pattern is thus established: heterocysts provide cN to the filament while vegetative cells supply fixed carbon. As a result, heterocysts appear interspersed with around 10 vegetative cells, depending on the species, forming a semi-regular pattern that remains approximately constant regardless of cell division [10, 11]. The resulting pattern forms one of the simplest and most primitive examples of a multicellular organism as a product of the interdependence between heterocysts and vegetative cells. Interestingly, an isolated cyanobacterium does not differentiate but it first divides so that one of the descendants differentiates. This latter mechanism is crucial since (i) a sole heterocyst would lack a source of fixed carbon and (ii) it would not reproduce as it is a terminally differentiated cell [12].

Let us briefly review the previous studies on the mathematical modeling of heterocyst pattern formation. In references [13, 14] Rutenberg and coworkers analyzed a model to explain heterocyst patterns by means of the study of cN diffusion along a cyanobacterial filament. On the other hand, Gerdtzen i in. [15] modeled cyanobacterial filaments based on a time-discrete dynamical system incorporating the main interactions between the most important proteins that take part in heterocyst formation.

In this work, we develop a simple mathematical model by incorporating the recent experimental results on the genetic regulatory network of cyanobacteria into the theoretical machinery of system biology.

Our model connects the diffusion of combined nitrogen along the filament with the dynamical properties of the underlying genetic circuit of each single cyanobacterium, capturing both the development of heterocyst patterns and their maintenance. Furthermore, our model shows that noise plays an important role in the onset of differentiation by enabling the development of the characteristic heterocyst patterns for a wide range of model parameters. This reveals that cyanobacteria filaments have developed an efficient response to the noisy conditions that characterize the natural environment.

The work is structured as follows. First we present the main actors of the basic regulatory network and the different dynamical interactions that take place during the differentiation process. Then we develop a mathematical model for the unicellular reaction to nitrogen deprivation. Although a single cell model cannot provide a complete understanding of heterocyst formation, we analyze the main features that arise from the dynamical behavior of the system to gain insight about cell dynamics under different external conditions.

Finally, we round off the paper by introducing the spatial model consisting of a filament of cyanobacteria, each one characterized by the dynamical circuit developed previously, that interact by means of protein diffusion.