Informacja

Który enzym katalizuje transkrypcję, a który translację?

Który enzym katalizuje transkrypcję, a który translację?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Moja próba:

Transkrypcja – polimeraza RNA Translacja – syntetaza aminoacylo-tRNA

Wiem, że rybosom prawie prowadzi translację, ale nie sądzę, że rybosomy są enzymami, dlatego wybrałem syntetazę aminoacylo-tRNA. Czy to jest poprawne?


Przepraszamy, ale zacząłeś na dobrej drodze. To, czego szukasz, to centralny dogmat syntezy białek.

Genomowy DNA jest transkrybowany w jądrze do informacyjnego RNA (mRNA) przez polimerazę RNA. Polimeraza RNA jest zależna od DNA; potrzebuje szablonu DNA, aby stworzyć wersję RNA wiadomości.

Informacyjny RNA przemieszcza się do cytoplazmy, gdzie jest tłumaczony przez rybosomy na polipeptyd (białko). Rybosomy są enzymem dokonującym translacji i być może twoje zamieszanie jest spowodowane tym, że rybosomy składają się zarówno z cząsteczek RNA, jak i białek (kompleks rybonukleotydowy).

Syntetazy aminoacylo tRNA to enzymy, które tworzą aminoacylo tRNA (w skrócie tRNA). Te tRNA wprowadzają poszczególne aminokwasy do rybosomu, ponieważ rybosom rozszerza produkt polipeptydowy wiadomości mRNA.


P: Odmiana grochu znana jako Blue Pamlico produkuje wysoką roślinę z niebieskimi nasionami. Druga odmiana.

O: Dziedziczenie to proces przekazywania cech z rodzica na potomstwo. Cechy organizmu.

P: Darwinowi często przypisuje się odkrycie ewolucji. Dlaczego to nie jest w porządku?

Odpowiedź: Karolowi Darwinowi często przypisuje się odkrycie ewolucji. W rzeczywistości jego książka - O pochodzeniu.

P: Najbardziej zróżnicowane systemy ekologiczne na świecie to

O: Ekosystem reprezentuje biologiczną społeczność wchodzących w interakcje organizmów i ich fizycznego środowiska.

P: Jaki jest rodzaj inhibitora, gdy Km stale rośnie, a Vmax maleje?

O: Enzym jest biokatalizatorem, a wszystkie enzymy składają się z białek. Może wystąpić zahamowanie reakcji.

P: Który z poniższych systemów naprawy DNA najprawdopodobniej zostanie aktywowany po tym, jak ktoś pójdzie na opaleniznę.

O: Naprawa DNA to zbiór procesów, dzięki którym komórka identyfikuje i naprawia uszkodzenia DNA mo.

P: Co to jest układ krążenia i typy uts varios?

O: Układ krążenia obejmuje serce, naczynia krwionośne i krew. Krew transportuje tlen i orzech.

Odp .: Zooxanthellae to jednokomórkowe bruzdnice, które mają symbiotyczny związek z różnymi organizmami morskimi.

P: Co robi układ pokarmowy?

O: Układ pokarmowy składa się z różnych organów współpracujących ze sobą w zsynchronizowany sposób. To się zaczyna.

P: Jak zmieniają się wzorce snu w przypadku trypanosomatozy afrykańskiej?

Odp.: Trypanosomatoza afrykańska (śpiączka afrykańska) jest chorobą wywoływaną przez pasożyta Trypanosoma.


BIOCHEMIA, BIOMEDYCYNA I FARMACEUTYKA


Centralny dogmat biologii molekularnej

2) W niektórych wirusach RNA służy do przechowywania materiałów genetycznych, a DNA jest syntetyzowane z RNA przez enzym znany jako:
a) Syntetaza DNA
b) polimeraza DNA
c) Odwrotna transkryptaza
d) konwertaza DNA

3) Który z poniższych procesów nie występuje u prokariontów?

6) Które z poniższych stwierdzeń jest prawdziwe w odniesieniu do struktury podwójnej helisy DNA?
a) Podwójna helisa DNA jest zwinięta wokół wspólnej osi znanej jako oś symetrii
b) Hydrofilowy szkielet dezoksyrybozofosforanowy każdego łańcucha znajduje się na zewnątrz.
c) Hydrofobowe zasady azotowe są ułożone w stos.
d) Wszystkie powyższe

7) Układ przestrzenny helikalnej struktury DNA tworzy duży i mniejszy rowek, które są ważne dla
a) zaginanie i zginanie struktury śrubowej
b) zapewnienie miejsc rozpoznawania i wiązania różnych białek wiążących DNA
c) Wszystkie powyższe
d) Żadne z powyższych

8) Antybiotyki aminoglikozydowe, takie jak kanamycyna, tobramycyna, neomycyna są znanymi inhibitorami syntezy DNA. Zawiera pierścień cyklitolowy połączony z pięcio- lub sześcioczłonowymi cukrami wiązaniami glikozydowymi. Te antybiotyki są
a) Dodatnio naładowany związek, który do DNA i interkaluje go.
b) Dodatnio naładowany związek, który wiąże się z aktywnością polimerazy DNA.
c) Ujemnie naładowany związek do DNA i denaturuje go.
d) Ujemnie naładowany związek, który wiąże się z histonami

9) Reguły Chargaffa stwierdzają, że liczba puryn i pirymidyn jest równa (A + G = T + C) w każdej dwuniciowej cząsteczce DNA. Watson i Crick później rozwiązali strukturę par DNA i zasad azotowych. Która z poniższych podstawowych zasad parowania jest prawdziwa:
a) Pary adeniny z guaniną i tyminą z cytozyną
b) Pary adeniny z parami tyminy i guaniny z cytozyną
c) Pary adeninowe z cytozyną i guaninowe z tyminą
d) Parowanie zasad DNA jest niespecyficzne

10) Replikacja DNA odbywa się w sposób półkonserwatywny, co oznacza:
a) Dwie komórki potomne, z których jedna składa się z podwójnej helisy macierzystego DNA, inne mają nowo zsyntetyzowane DNA.
b) Dwie komórki potomne, z których każda składa się z jednej nici rodzicielskiej i jednego nowo zsyntetyzowanego DNA.
c) Dwie komórki potomne, każda składająca się z połowy rodzicielskiego i drugiej połowy nowo zsyntetyzowanego DNA powstałego w wyniku krzyżowania.
d) Żadne z powyższych

11) Które z poniższych są charakterystyczną cechą replikacji DNA?
a) Replikacja DNA jest ukierunkowana na szablon
b) Replikacja DNA wymaga krótkich starterów RNA
c) Replikacja DNA to bardzo dokładny proces
d) Wszystkie powyższe

12) U prokariontów replikacja DNA rozpoczyna się w pojedynczym miejscu bogatym w sekwencję nukleotydową AT, gdzie dwie nici rozwijają się i rozdzielają. Ten zależny od ATP proces katalizowany przez białko
a) białko DNAA
b) Białko wiążące jednoniciowe
c) polimeraza DNA
d) Topoizomeraza

14) Gdy dwie nici podwójnej helisy są rozdzielone, dodatnie superzwijanie zakłóca dalsze rozwijanie DNA. Który z poniższych enzymów powoduje przerwanie nici DNA, aby uwolnić superzwijanie się i ułatwić zajście replikacji?
a) białko DNAA
b) Jednoniciowe białko wiążące
c) polimeraza DNA
d) Topoizomeraza

15) Który z poniższych enzymów ma unikalną zdolność do wprowadzania dodatniego i ujemnego superzwijania DNA i jest celem dla środków przeciwbakteryjnych, takich jak cyprofloksacyna/chinolony?
a) białko DNAA
b) helikaza DNA
c) gyraza DNA
d) polimeraza DNA

16) Replikacja DNA jest dwukierunkowa i antyrównoległa. Które stwierdzenie jest FAŁSZ w odniesieniu do replikacji DNA?
a) Synteza DNA, czyli dodanie nukleotydu następuje od pozycji 5'-3'
b) Synteza DNA jest półciągła z ciągłą nicią prowadzącą i nieciągłą nicią opóźnioną.
c) Synteza nitek wiodących i opóźnionych zachodzi jednocześnie
d) Żadne z powyższych

17) Polimeraza DNA jest kierowanym przez matrycę enzymem, który syntetyzuje nową komplementarną nić z nici rodzicielskiej, ale do jej wydłużenia wymaga istniejącej krótkiej sekwencji nukleotydowej. Który z poniższych enzymów jest wymagany do syntezy tego startera?
a) Prymaza/polimeraza RNA
b) Syntaza RNA
c) Syntaza DNA
d) Helikazy

18) Holoenzym polimerazy DNA III posiada:
a) tylko aktywność polimerazy
b) 3’→ 5’ aktywność endonukleazy
c) 3’→ 5’ aktywność egzonukleazy i aktywność polimerazy
d) 5’→ 3’ aktywność egzonukleazy

a) Polimeraza DNA III jest wysoce przetwarzalnym enzymem.
b) Polimeraza DNA III posiada aktywność polimerazy 5'-3' wymaganą do wydłużania.
c) Polimeraza DNA III posiada aktywność egzonukleazy 3'-5' ważną dla zachowania wierności.
d) Wszystkie powyższe

20) U prokariontów starter RNA z opóźnionej nici jest usuwany i zastępowany sekwencją DNA. Proces ten jest katalizowany przez enzym. które posiadają aktywność egzonukleazy 5'-3' i aktywność polimerazy 5'-3'.
a) polimeraza DNA I
b) polimeraza DNA II
c) polimeraza DNA III
d) polimeraza DNA IV

21) U eukariontów polimeraza DNA alfa jest wielopodjednostkowym enzymem o różnych funkcjach. Zawierają:
a) Wydłużenie cięgna prowadzącego
b) aktywność egzonukleazy 3'-5'
c) Inicjacja i synteza startera RNA
d) Wysoka przetwarzalność

22) Która z poniższych polimeraz DNA jest u eukariontów wysoce procesowa i wymagana do fazy elongacji replikacji DNA?
a) Pol alfa
b) Pol beta
c) Pol gamma
d) delta pol

23) Która z poniższych polimeraz DNA jest wymagana u eukariontów do replikacji mitochondrialnego DNA?
a) Pol alfa
b) Pol beta
c) Pol gamma
d) delta pol

24) Telomery to powtarzające się sekwencje T i G, które są obecne w eukariotach, aby chronić losowe cięcie przed nukleazami. Te telomery są syntetyzowane przez enzym telomerazę. Które z poniższych są właściwościami enzymu telomerazy?
a) Telomeraza jest enzymem odwrotnej transkryptazy
b) Telomeraza składa się z sekwencji RNA, która służy jako matryca
c) Po zakończeniu każdego cyklu telomeraza przemieszcza się na koniec 3' DNA, aby zsyntetyzować powtarzającą się sekwencję.
d) Wszystkie powyższe


Zawartość

Integralność genomu, terminacja transkrypcji i kontrola stabilności mRNA są uzależnione od sprzężenia transkrypcji z translacją. W konsekwencji sztuczne zakłócenie sprzężenia transkrypcja-translacja osłabia sprawność bakterii. Bez sprzężenia integralność genomu jest zagrożona, ponieważ zablokowane kompleksy transkrypcyjne zakłócają replikację DNA i indukują pęknięcia DNA. [4] Brak sprzężenia powoduje przedwczesną terminację transkrypcji, prawdopodobnie z powodu zwiększonego wiązania czynnika terminacji Rho. [5] Degradacja prokariotycznych mRNA jest przyspieszana przez utratę sprzężonej translacji z powodu zwiększonej dostępności miejsc docelowych RNazy E. [6] Sugerowano również, że sprzężenie transkrypcji z translacją jest ważnym mechanizmem zapobiegania tworzeniu się szkodliwych R- pętle. [7] Chociaż sprzężenie transkrypcji z translacją jest prawdopodobnie powszechne wśród organizmów prokariotycznych, nie wszystkie gatunki są od niego zależne. w odróżnieniu Eschericia coli, w Bacillus subtilis transkrypcja znacznie wyprzedza translację i w konsekwencji nie dochodzi do sprzęgania. [8]

Translacja promuje wydłużanie transkrypcji i reguluje terminację transkrypcji. Funkcjonalne sprzężenie między transkrypcją a translacją jest spowodowane bezpośrednimi fizycznymi interakcjami między rybosomem a polimerazą RNA („kompleksem ekspresyjnym”), zmianami rybosomowymi w powstającej drugorzędowej strukturze mRNA, które wpływają na aktywność polimerazy RNA (np. „atenuacja”) oraz zależnymi od rybosomu zmiany w powstającej dostępności mRNA do czynnika terminacji transkrypcji Rho („polarność”).

Kompleks Expressome Edytuj

Ekspresom jest supramolekularnym kompleksem składającym się z polimerazy RNA i końcowego rybosomu połączonych wspólnym transkryptem mRNA. Jest wspierany przez czynniki transkrypcyjne NusG i NusA, które oddziałują zarówno z polimerazą RNA, jak i rybosomem, łącząc ze sobą kompleksy. [9] [10] [11] Sprzężony przez czynnik transkrypcyjny NusG, rybosom wiąże nowo zsyntetyzowane mRNA i zapobiega powstawaniu struktur drugorzędowych, które hamują transkrypcję. [9] Tworzenie kompleksu ekspresomu również wspomaga wydłużanie transkrypcji przez spływający rybosom przeciwstawiający się wstecznemu śledzeniu polimerazy RNA. [12] [13] Trójwymiarowe modele kompleksów rybosom-polimeraza RNA z ekspresją zostały określone za pomocą mikroskopii krioelektronowej. [14] [10] [11] [9]

Atenuacja za pośrednictwem rybosomów Edytuj

Atenuacja za pośrednictwem rybosomu jest mechanizmem ekspresji genów, w którym sygnał terminacji transkrypcji jest regulowany przez translację. [15] [16] [17] Atenuacja występuje na początku niektórych operonów prokariotycznych w sekwencjach zwanych „atenuatorami”, które zostały zidentyfikowane w operonach kodujących enzymy biosyntezy aminokwasów, enzymy biosyntezy pirymidyn i czynniki oporności na antybiotyki. Atenuator działa poprzez zestaw elementów sekwencji mRNA, które koordynują stan translacji z sygnałem terminacji transkrypcji:

  • Krótka otwarta ramka odczytu kodująca „peptyd wiodący”
  • Sekwencja pauzy w transkrypcji
  • „Region kontrolny”
  • Sygnał terminacji transkrypcji

Po transkrypcji początku otwartej ramki odczytu lidera, polimeraza RNA zatrzymuje się z powodu fałdowania powstającego mRNA. To zaprogramowane zatrzymanie transkrypcji daje czas na rozpoczęcie translacji peptydu liderowego i wznowienie transkrypcji po sprzężeniu z translacją. Dolny „region kontrolny” moduluje następnie szybkość wydłużania polimerazy rybosomu lub RNA. Czynnik determinujący to zależy od funkcji genów leżących poniżej (np. operon kodujący enzymy zaangażowane w syntezę histydyny zawiera szereg kodonów histydynowych jest regionem kontrolnym). Rolą regionu kontrolnego jest modulowanie, czy transkrypcja pozostaje sprzężona z translacją w zależności od stanu komórkowego (np. niska dostępność histydyny spowalnia translację prowadząc do rozprzęgania, podczas gdy wysoka dostępność histydyny umożliwia wydajną translację i utrzymuje sprzęganie). Na koniec transkrybowana jest sekwencja terminatora transkrypcji. To, czy transkrypcja jest połączona z translacją, określa, czy to zatrzymuje transkrypcję. Terminator wymaga fałdowania mRNA, a poprzez rozwijanie struktur mRNA rybosom wybiera utworzenie jednej z dwóch alternatywnych struktur: terminatora lub konkurencyjnego fałdu zwanego „antyterminatorem”.

W przypadku operonów biosyntezy aminokwasów umożliwiają one maszynerii ekspresji genów wyczuwanie obfitości aminokwasu wytwarzanego przez kodowane enzymy i odpowiednie dostosowanie poziomu dalszej ekspresji genów: transkrypcja zachodzi tylko wtedy, gdy liczebność aminokwasów jest niska, a zapotrzebowanie na enzymy są zatem wysokie. Przykłady obejmują histydynę (jego) [18] [19] i tryptofan (trp) [20] operony biosyntetyczne.

Termin „tłumienie” został wprowadzony w celu opisania jego operon. [18] Chociaż jest to zwykle używane do opisu operonów biosyntezy aminokwasów i innych metabolitów, zaprogramowana terminacja transkrypcji, która nie występuje na końcu genu, została po raz pierwszy zidentyfikowana w fagu λ. [21] Odkrycie atenuacji było istotne, ponieważ reprezentowało mechanizm regulacyjny odmienny od represji. [22] [23] trp operon jest regulowany zarówno przez atenuację, jak i represję, i był pierwszym dowodem na to, że mechanizmy regulacji ekspresji genów mogą nakładać się na siebie lub być nadmiarowe. [17]

Polaryzacja Edytuj

„Polarność” to mechanizm ekspresji genów, w którym transkrypcja kończy się przedwcześnie z powodu utraty sprzężenia między transkrypcją a translacją. Transkrypcja wyprzedza translację, gdy rybosom zatrzymuje się [24] lub napotyka przedwczesny kodon stop. [25] Pozwala to czynnikowi terminacji transkrypcji Rho na związanie mRNA i zakończenie syntezy mRNA. W konsekwencji geny znajdujące się poniżej operonu nie podlegają transkrypcji, a zatem nie ulegają ekspresji. Polaryzacja służy jako kontrola jakości mRNA, pozwalając nieużywanym transkryptom na przedwczesną terminację, a nie syntezę i degradację. [26]

Termin „polaryzacja” został wprowadzony, aby opisać obserwację, że kolejność genów w operonie jest ważna: nonsensowna mutacja w genie znajdującym się powyżej wpływa na transkrypcję genów leżących poniżej. [25] Co więcej, pozycja nonsensownej mutacji w obrębie genu znajdującego się powyżej moduluje „stopień polaryzacji”, przy czym mutacje nonsensowne na początku genów poprzedzających wywierają silniejszą polaryzację (bardziej zmniejszoną transkrypcję) na geny położone poniżej.

W przeciwieństwie do mechanizmu atenuacji, który obejmuje wewnętrzną terminację transkrypcji w dobrze zdefiniowanych zaprogramowanych miejscach, polarność jest zależna od Rho, a terminacja zachodzi w zmiennej pozycji.

Potencjał wzajemnej regulacji transkrypcji i translacji został dostrzeżony przez zespół Marshalla Nirenberga, który odkrył, że procesy są fizycznie połączone poprzez tworzenie kompleksu DNA-rybosom. [27] [28] W ramach wysiłków grupy Nirenberga zmierzających do określenia kodu genetycznego, który leży u podstaw syntezy białek, byli pionierami w stosowaniu bezkomórkowych reakcji syntezy białek in vitro. Analiza tych reakcji wykazała, że ​​synteza białka jest zależna od mRNA, a sekwencja mRNA ściśle określa sekwencję produktu białkowego. Za tę pracę nad złamaniem kodu genetycznego Nirenberg otrzymał w 1968 r. wspólnie Nagrodę Nobla w dziedzinie fizjologii lub medycyny. Po ustaleniu, że transkrypcja i translacja są ze sobą powiązane biochemicznie (tłumaczenie zależy od produktu transkrypcji), nierozstrzygnięte pozostawało pytanie, czy są one połączone fizycznie – czy nowo zsyntetyzowane mRNA uwolnione z DNA przed jego translacją, czy też translacja może zachodzić jednocześnie z transkrypcją. Mikrografy elektronowe barwionych reakcji syntezy białek bezkomórkowych ujawniły rozgałęzione zespoły, w których łańcuchy rybosomów są połączone z centralnym włóknem DNA. [28] DNA wyizolowane z komórek bakteryjnych współosadzanych z rybosomami, co dodatkowo potwierdza wniosek, że transkrypcja i translacja zachodzą razem. [27] Na tych wczesnych mikrografach można zaobserwować bezpośredni kontakt rybosomów z polimerazą RNA. [3] Potencjał jednoczesnej regulacji transkrypcji i translacji na tym połączeniu został zauważony w pracy Nirenberga już w 1964 roku. [27]


Zawartość

HAT są tradycyjnie podzielone na dwie różne klasy w oparciu o ich lokalizację podkomórkową. [1] HAT typu A są zlokalizowane w jądrze i biorą udział w regulacji ekspresji genów poprzez acetylację histonów nukleosomalnych w kontekście chromatyny. [2] Zawierają bromodomenę, która pomaga im rozpoznawać i wiązać się z resztami acetylowanej lizyny na substratach histonowych. Gcn5, p300/CBP i TAFII250 to kilka przykładów HAT typu A, które współpracują z aktywatorami w celu wzmocnienia transkrypcji. HAT typu B znajdują się w cytoplazmie i są odpowiedzialne za acetylację nowo zsyntetyzowanych histonów przed ich złożeniem w nukleosomy. Te HAT nie mają bromodomeny, ponieważ ich cele są nieacetylowane. Grupy acetylowe dodane przez HAT typu B do histonów są usuwane przez HDAC po wejściu do jądra i włączeniu do chromatyny. Hat1 jest jednym z niewielu znanych przykładów kapelusza typu B. [3] Pomimo tej historycznej klasyfikacji HAT, niektóre białka HAT funkcjonują w wielu kompleksach lub lokalizacjach, a zatem nie pasują łatwo do określonej klasy. [4]

Związane z Gcn5 n-acetylotransferazy (GNAT) Edytuj

HAT można podzielić na kilka różnych rodzin na podstawie homologii sekwencji, a także wspólnych cech strukturalnych i ról funkcjonalnych. Związany z Gcn5 nRodzina -acetylotransferazy (GNAT) obejmuje Gcn5, PCAF, Hat1, Elp3, Hpa2, Hpa3, ATF-2 i Nut1. Te HAT ogólnie charakteryzują się obecnością bromodomeny i stwierdzono, że acetylują reszty lizyny na histonach H2B, H3 i H4. [1] Wszyscy członkowie rodziny GNAT charakteryzują się maksymalnie czterema konserwatywnymi motywami (A-D) znajdującymi się w katalitycznej domenie HAT. Obejmuje to najbardziej konserwatywny motyw A, który zawiera sekwencję Arg/Gln-X-X-Gly-X-Gly/Ala ważną dla rozpoznawania i wiązania acetylo-CoA. [3] Motyw C występuje w większości GNAT, ale nie występuje w większości innych znanych HAT. [4] Drożdże Gcn5 (kontrola ogólna niedepresyjna-5) HAT są jednym z najlepiej scharakteryzowanych członków tej rodziny. Ma cztery domeny funkcjonalne, w tym domenę N-końcową, wysoce konserwatywną domenę katalityczną (HAT), domenę oddziaływania Ada2 i C-końcową bromodomenę. PCAF (czynnik związany z p300/CBP) i GCN5 to ssacze GNAT, które wykazują wysoki stopień homologii w swoich sekwencjach. Białka te mają region N-końcowy o długości 400 reszt, który jest nieobecny w Gcn5 drożdży, ale ich funkcje HAT są ewolucyjnie konserwatywne w stosunku do tych ostatnich. Hat1 było pierwszym zidentyfikowanym białkiem HAT. Odpowiada za większość cytoplazmatycznej aktywności HAT u drożdży i silnie wiąże się z histonem H4 dzięki połączeniu z dodatkową podjednostką Hat2. Elp3 jest przykładem HAT typu A występującego w drożdżach. Jest częścią holoenzymu polimerazy RNA II i odgrywa rolę w wydłużaniu transkrypcji.

MOJE Czapki Edytuj

Rodzina kapeluszy MYST nosi imię czterech członków założycieli MOZ, Ybf2 (Sas3), Sas2 i Tip60. [1] Inni ważni członkowie to Esa1, MOF, MORF i HBO1. Te HAT charakteryzują się typowo obecnością palców cynkowych i chromodomen i stwierdzono, że acetylują reszty lizyny na histonach H2A, H3 i H4. Kilka białek z rodziny MYST zawiera palce cynkowe, a także wysoce konserwatywny motyw A występujący wśród GNAT, który ułatwia wiązanie acetylo-CoA. [3] Region bogaty w cysteinę zlokalizowany na N-końcu domeny HAT białek MYST jest zaangażowany w wiązanie cynku, co jest niezbędne dla aktywności HAT. [5] Tip60 (białko interaktywne z Tat, 60 kDa) był pierwszym członkiem ludzkiej rodziny MYST wykazującym aktywność HAT. Sas3 występujący w drożdżach jest homologiem MOZ (białka monocytowa z palcem cynkowym), który jest onkogenem występującym u ludzi. Esa1 był pierwszym niezbędnym HAT znalezionym u drożdży, a MOF jest jego homologiem u muszek owocowych. Aktywność HAT tego ostatniego jest wymagana dla dwukrotnie zwiększonej transkrypcji męskiego chromosomu X (kompensacja dawki) u much. Ludzkie HBO1 (HAT związane z ORC1) było pierwszym HAT związanym ze składnikami początku kompleksu replikacyjnego. MORF (czynnik związany z MOZ) wykazuje bardzo bliską homologię do MOZ na całej swojej długości. [4] Zawiera N-końcowy region represji, który zmniejsza jego aktywność HAT in vitro jak również C-końcową domenę aktywacyjną, która działa pod nieobecność domeny HAT.

Inne Edytuj

Oprócz tych, które są członkami rodzin GNAT i MYST, istnieje kilka innych białek występujących zazwyczaj u wyższych eukariontów, które wykazują aktywność HAT. Należą do nich p300/CBP, koaktywatory receptorów jądrowych (np. ACTR/SRC-1), TAFII250, TFIIIC, Rtt109 i ZEGAR. p300/CBP są specyficzne dla metazoan [6] i zawierają kilka regionów palca cynkowego, bromodomenę, domenę katalityczną (HAT) oraz regiony oddziałujące z innymi czynnikami transkrypcyjnymi. [3] Co ważne, domena HAT nie wykazuje homologii sekwencji z innymi znanymi HAT, [7] i jest wymagana do funkcjonowania p300/CBP w aktywacji transkrypcji. [3] Ponadto białka te zawierają kilka motywów domeny HAT (A, B i D), które są podobne do motywów GNAT. Posiadają również nowy motyw E, który jest homologiczny do sekwencji w domenach HAT GNAT. TFIIIC jest jednym z ogólnych czynników transkrypcyjnych zaangażowanych w transkrypcję za pośrednictwem polimerazy RNA III. Wykazano, że trzy składniki ludzkiego białka posiadają niezależną aktywność HAT (hTFIIIC220, hTFIIIC110 i hTFIIIC90). [8] Rtt109 jest grzybo-specyficzną HAT, która do aktywności wymaga połączenia z białkami opiekuńczymi histonów. [6] Działalność HAT ludzkiego TAFIIKoaktywatory 250 i CLOCK nie były tak intensywnie badane. TAFII250 jest jedną z podjednostek czynnika TFIID związanych z TBP i dzieli wzór Gly-X-Gly z Gcn5, co jest ważne dla aktywności HAT. [4] CLOCK jest głównym regulatorem rytmu dobowego, który współpracuje z BMAL1 w celu wykonywania czynności HAT. [9]

Koaktywatory receptorów jądrowych Edytuj

Trzy ważne koaktywatory receptorów jądrowych, które wykazują aktywność HAT, to SRC-1, ACTR i TIF-2. Wiadomo, że ludzki SRC-1 (koaktywator receptora steroidowego-1) oddziałuje z p300/CBP i PCAF, a jego domena HAT znajduje się w jego regionie C-końcowym. ACTR (znany również jako RAC3, AIB1 i TRAM-1 u ludzi) wykazuje znaczną homologię sekwencji z SRC-1, w szczególności w regionach N-końcowych i C-końcowych (HAT), a także w domenach interakcji receptora i koaktywatora . [4] ACTR oddziałuje również z p300/CBP i PCAF. Ten pierwszy może zapobiegać wiązaniu ACTR i aktywacji jego receptora poprzez acetylowanie go w jego domenie interakcji z receptorem. TIF-2 (transkrypcyjny czynnik pośredni 2 znany również jako GRIP1) jest kolejnym koaktywatorem receptora jądrowego o aktywności HAT, a także oddziałuje z p300/CBP.

Poniżej przedstawiono tabelę podsumowującą różne rodziny HAT wraz z powiązanymi z nimi członkami, organizmami macierzystymi, kompleksami wielopodjednostkowymi, substratami histonowymi i cechami strukturalnymi. [1] [4] [6] [8] [10] [11] [12] [13] [14] [15]

Rodzina Organizm Powiązane kompleksy Specyfika podłoża Cechy konstrukcyjne
KOMAR
Gcn5 S. cerevisiae SAGA, SLIK (SALSA), ADA, HAT-A2 H2B, H3, (H4) Bromodomena
GCN5 D. melanogaster SAGA, ATAC H3, H4 Bromodomena
GCN5 H. sapiens STAGA, TFTC H3, (H4, H2B) Bromodomena
PCAF H. sapiens PCAF H3, H4 Bromodomena
Kapelusz1 S. cerevisiae - H. sapiens HAT-B, NuB4, HAT-A3 H4, (H2A)
Ep3 S. cerevisiae Wydłużacz H3, H4, (H2A, H2B)
Hpa2 S. cerevisiae HAT-B H3, H4
Hpa3 S. cerevisiae H3, H4
ATF-2 S. cerevisiae - H. sapiens H2B, H4
Nakrętka1 S. cerevisiae Mediator H3, H4
MÓJST
Esa1 S. cerevisiae NuA4, piccolo NuA4 H2A, H4, (H2B, H3) Chromodomena
Sas2 S. cerevisiae SAS, NuA4 H4, (H2A, H3)
Sas3 (Ybf2) S. cerevisiae NuA3 H3, (H4, H2A)
Wskazówka60 H. sapiens Tip60, NuA4 H2A, H4, (H3) Chromodomena
MOF D. melanogaster MSL H4, (H2A, H3) Chromodomena
MOZ H. sapiens MSL H3, H4
MORF H. sapiens MSL H3, H4
HBO1 H. sapiens ORC H3, H4
p300/CBP
p300 H. sapiens H2A, H2B, H3, H4 Bromodomena
CBP H. sapiens H2A, H2B, H3, H4 Bromodomena
SRC (koaktywatory receptorów jądrowych)
SRC-1 H. sapiens ACTR/SRC-1 H3, H4
ACTR (RAC3, AIB1, TRAMWAJ-1, SRC-3) H. sapiens ACTR/SRC-1 H3, H4
TIF-2 (GRIP1) H. sapiens H3, H4
Inne
TAFII250 (TAF1) S. cerevisiae - H. sapiens TFIID H3, H4, (H2A) Bromodomena
TFIIIC (s220, s110, s90) H. sapiens TFIIIC H2A, H3, H4
Rtt109 S. cerevisiae Opiekunowie histonów H3
ZEGAR H. sapiens H3, H4

Ogólnie rzecz biorąc, HAT charakteryzują się strukturalnie zachowanym regionem rdzenia, składającym się z trójniciowej β-kartki, po której następuje długa α-helisa równoległa i obejmująca jedną jej stronę. [5] [6] Region rdzenia, który odpowiada motywom A, B i D białek GNAT, [3] jest oflankowany po przeciwnych stronach przez N- i C-końcowe segmenty α/β, które są strukturalnie unikalne dla biorąc pod uwagę rodzinę HAT. [5] [6] Centralny rdzeń i boczne segmenty tworzą razem szczelinę nad pierwszym, w którym substraty histonowe mogą wiązać się przed katalizą. [6] Podczas gdy centralna domena rdzenia (motyw A w GNAT) bierze udział w wiązaniu i katalizie acetylo-CoA, segmenty N- i C-końcowe pomagają w wiązaniu substratów histonowych. [5] Unikalne cechy związane z sekwencją i/lub strukturą regionów N- i C-końcowych dla różnych rodzin HAT mogą pomóc wyjaśnić pewne obserwowane różnice między HAT pod względem specyficzności substratu histonowego. Zaobserwowano, że wiązanie CoA poszerza rowek wiążący histon w centralnym rdzeniu przez przesunięcie C-końcowego segmentu Gcn5 na zewnątrz. Ponadto, ponieważ kontakty między CoA i białkiem ułatwiają tworzenie korzystnych kontaktów histon-białko, prawdopodobnie wiązanie CoA poprzedza wiązanie histonów in vivo.

Rodziny GNAT i MYST Edytuj

HAT z rodziny GNAT charakteryzują się przede wszystkim około 160-resztową domeną HAT i C-końcową bromodomeną, która wiąże się z resztami acetylowanej lizyny. [5] Te z rodziny MYST mają domeny HAT o długości około 250 reszt. Wiele białek MYST zawiera również bogatą w cysteinę domenę wiążącą cynk w regionie HAT oprócz N-końcowej chromodomeny, która wiąże się z metylowanymi resztami lizyny.

W szerszej skali, struktury domen katalitycznych białek GNAT (Gcn5, PCAF) wykazują mieszany fałd kulisty α/β z łącznie pięcioma helisami α i sześcioma β-niciami. [3] Ogólna topologia przypomina imadło, z centralnym rdzeniem białka u podstawy i segmentami N- i C-końcowymi po bokach.

Rodzina p300/CBP Edytuj

HAT p300/CBP mają większe domeny HAT (około 500 reszt) niż te obecne w rodzinach GNAT i MYST. [5] Zawierają również bromodomenę, a także trzy domeny bogate w cysteinę/histydynę, które, jak się uważa, pośredniczą w interakcjach z innymi białkami. Struktura p300/CBP charakteryzuje się wydłużoną domeną kulistą, która zawiera w środku siedmioniciowy arkusz β otoczony dziewięcioma α-helisami i kilkoma pętlami. [7] Struktura centralnego regionu rdzenia związanego z wiązaniem acetylo-CoA jest zachowana w odniesieniu do GNAT i MYST HATs, ale istnieje wiele strukturalnych różnic w regionach otaczających ten centralny rdzeń. Ogólnie rzecz biorąc, dane strukturalne są zgodne z faktem, że kapelusze p300/CBP HAT są bardziej chaotyczne niż kapelusze GNAT i MYST pod względem wiązania substratu.

Rtt109 Edytuj

Struktura Rtt109 jest bardzo podobna do struktury p300, mimo że pomiędzy tymi dwoma białkami występuje tylko 7% identyczności sekwencji. [7] Istnieje siedmioniciowy arkusz β otoczony α-helisami, jak również pętla zaangażowana w wiązanie substratu acetylo-CoA. Pomimo konserwatywnej struktury, Rtt109 i p300/CBP są funkcjonalnie unikalne. Na przykład, miejsce wiązania substratu tego pierwszego jest bardziej podobne do tego w kapeluszach GNAT i MYST. Ponadto reszty w miejscu aktywnym każdego enzymu są odrębne, co sugeruje, że wykorzystują one różne mechanizmy katalityczne przenoszenia grup acetylowych.

Podstawowy mechanizm katalizowany przez HAT obejmuje przeniesienie grupy acetylowej z acetylo-CoA do grupy ε-aminowej docelowego łańcucha bocznego lizyny w obrębie histonu. [6] Różne rodziny HAT stosują unikalne strategie w celu dokonania takiej transformacji.

Rodzina GNAT Edytuj

Członkowie rodziny GNAT mają konserwatywną resztę glutaminianu, która działa jako ogólna zasada katalizowania ataku nukleofilowego aminy lizynowej na wiązanie acetylo-CoA tioestrowe. [6] Te HAT wykorzystują uporządkowany sekwencyjny mechanizm bi-bi, w którym oba substraty (acetylo-CoA i histon) muszą się związać, tworząc trójskładnikowy kompleks z enzymem, zanim może wystąpić kataliza. Acetylo-CoA wiąże się jako pierwszy, a następnie substrat histonowy. Konserwowana reszta glutaminianowa (Glu173 w drożdżach Gcn5) aktywuje cząsteczkę wody do usunięcia protonu z grupy aminowej lizyny, co aktywuje go do bezpośredniego ataku nukleofilowego na węgiel karbonylowy acetylo-CoA związanego z enzymem. Po reakcji najpierw uwalniany jest acetylowany histon, a następnie CoA. [3] [6]

Rodzina MIST Edytuj

Badania drożdży Esa1 z rodziny HAT MYST ujawniły mechanizm ping-ponga obejmujący konserwowane reszty glutaminianu i cysteiny. [16] Pierwsza część reakcji obejmuje tworzenie kowalencyjnego związku pośredniego, w którym reszta cysteiny ulega acetylacji po nukleofilowym ataku tej reszty na węgiel karbonylowy acetylo-CoA. Następnie reszta glutaminianowa działa jako ogólna zasada ułatwiająca przenoszenie grupy acetylowej z cysteiny na substrat histonowy w sposób analogiczny do mechanizmu stosowanego przez GNAT. Gdy Esa1 jest zmontowany w kompleksie piccolo NuA4, traci zależność od reszty cysteinowej w procesie katalizy, co sugeruje, że reakcja może przebiegać poprzez potrójny mechanizm bi-bi, gdy enzym jest częścią fizjologicznie istotnego kompleksu wielobiałkowego.

Rodzina p300/CBP Edytuj

W ludzkim p300 Tyr1467 działa jako ogólny kwas, a Trp1436 pomaga zorientować docelową resztę lizynową substratu histonowego w miejscu aktywnym. [6] Te dwie reszty są wysoce konserwatywne w rodzinie p300/CBP HAT i, w przeciwieństwie do enzymów z rodzin GNAT i MYST, p300 nie wykorzystuje ogólnej zasady do katalizy. Jest raczej prawdopodobne, że członkowie rodziny p300/CBP stosują mechanizm przenoszenia acetylu Theorell-Chance (tj. „uderz i uciekaj”).

Rtt109 Edytuj

Rtt109 prawdopodobnie będzie wykorzystywał mechanizm, który różni się od innych HAT. [7] The yeast enzyme has very low catalytic activity in the absence of the histone chaperone proteins Asf1 and Vps75, which may be involved in delivering histone substrates to the enzyme for acetylation. [6] Moreover, a general acid or base have not yet been identified for this HAT.

The structures of several HAT domains bound to acetyl-CoA and histone substrate peptides reveal that the latter bind across a groove on the protein that is formed by the central core region at the base and is flanked on opposite sides by the variable N- and C-terminal segments that mediate the majority of the interactions with the substrate peptide. [6] It is likely that these variable regions are at least in part responsible for the observed specificity of different HATs for various histone substrates.

Members of the GNAT and MYST families as well as Rtt109 exhibit greater substrate selectivity than p300/CBP, which is rather promiscuous with regard to substrate binding. [6] Whereas it appears that only three to five residues on either side of the lysine to be acetylated are necessary for effective substrate binding and catalysis by members of the GNAT and p300/CBP families, more distal regions of the substrate may be important for efficient acetylation by MYST family HATs. [17]

Lysine selectivity Edit

Different HATs, usually in the context of multisubunit complexes, have been shown to acetylate specific lysine residues in histones.

GNAT family Edit

Gcn5 cannot acetylate nucleosomal histones in the absence of other protein factors. [4] In the context of complexes like SAGA and ADA, however, Gcn5 is able to acetylate H3K14 among other sites within histones H2B, H3, and H4 (e.g., H3K9, H3K36, H4K8, H4K16). [2] [3] [5] [17] Both Gcn5 and PCAF have the strongest site preference for H3K14, either as a free histone or within a nucleosome. [3] [5] Hat1 acetylates H4K5 and H4K12, and Hpa2 acetylates H3K14 in vitro. [3] [4]

MYST family Edit

In flies, acetylation of H4K16 on the male X chromosome by MOF in the context of the MSL complex is correlated with transcriptional upregulation as a mechanism for dosage compensation in these organisms. [1] In humans, the MSL complex carries out the majority of genome-wide H4K16 acetylation. In the context of their cognate complexes, Sas2 (SAS) and Esa1 (NuA4) also carry out acetylation of H4K16, in particular in the telomere regions of chromosomes. Sas2 is also observed to acetylate H3K14 in vitro on free histones. [10] Esa1 can also acetylate H3K14 in vitro on free histones as well as H2AK5, H4K5, H4K8, and H4K12 either in vitro lub in vivo on nucleosomal histones. H2AK7 and H2BK16 are also observed to be acetylated by Esa1 in vivo. Notably, neither Sas2 nor Esa1 can acetylate nucleosomal histones in vitro as a free enzyme. This happens to be the case as well for Sas3, which is observed to acetylate H3K9 and H3K14 in vivo as well as lysine residues on H2A and H4. MOZ can also acetylate H3K14. [17]

Inne Edytuj

p300/CBP acetylate all four nucleosomal core histones equally well. [3] In vitro, they have been observed to acetylate H2AK5, H2BK12, H2BK15, H3K14, H3K18, H4K5, and H4K8. [4] SRC-1 acetylates H3K9 and H3K14, TAFII230 (Drosophila homolog of human TAFII250) acetylates H3K14, and Rtt109 acetylates H3K9, H3K23, [17] and H3K56 in the presence of either Asf1 or Vps75. [7]

Non-histone substrates (in vitro) Edit

In addition to the core histones, certain HATs acetylate a number of other cellular proteins including transcriptional activators, basal transcription factors, structural proteins, polyamines, and proteins involved in nuclear import. [3] Acetylation of these proteins can alter their ability to interact with their cognate DNA and/or protein substrates. The idea that acetylation can affect protein function in this manner has led to inquiry regarding the role of acetyltransferases in signal transduction pathways and whether an appropriate analogy to kinases and phosphorylation events can be made in this respect.

PCAF Edit

PCAF and p300/CBP are the main HATs that have been observed to acetylate a number of non-histone proteins. For PCAF, these include the non-histone chromatin (high-mobility group (HMG)) proteins HMG-N2/HMG17 and HMG-I(Y), the transcriptional activators p53, MyoD, E2F(1-3), and HIV Tat, and the general transcription factors TFIIE and TFIIF. [4] Other proteins include CIITA, Brm (chromatin remodeler), NF-κB (p65), TAL1/SCL, Beta2/NeuroD, C/EBPβ, IRF2, IRF7, YY1, KLF13, EVI1, AME, ER81, and the androgen receptor (AR). [18] PCAF has also been observed to acetylate c-MYC, GATA-2, retinoblastoma (Rb), Ku70, and E1A adenovirus protein. [19] It can also autoacetylate, which facilitates intramolecular interactions with its bromodomain that may be involved in the regulation of its HAT activity. [3]

P300/CBP Edit

p300/CBP have many non-histone substrates, including the non-histone chromatin proteins HMG1, HMG-N1/HMG14, and HMG-I(Y), the transcriptional activators p53, c-Myb, GATA-1, EKLF, TCF, and HIV Tat, the nuclear receptor coactivators ACTR, SRC-1, and TIF-2, and the general transcription factors TFIIE and TFIIF. [4] Other substrates include the transcription factors Sp1, KLF5, FOXO1, MEF2C, SRY, GATA-4, and HNF-6, [10] HMG-B2, [19] STAT3, the androgen and estrogen (α) receptors, GATA-2, GATA-3, MyoD, E2F(1-3), p73α, retinoblastoma (Rb), NF-κB (p50, p65), Smad7, importin-α, Ku70, YAP1, [20] E1A adenovirus protein, and S-HDAg (hepatitis delta virus small delta antigen). [19] p300/CBP have also been observed to acetylate β-catenin, RIP140, PCNA, the DNA metabolic enzymes flap endonuclease-1, thymine DNA glycosylase, and Werner syndrome DNA helicase, STAT6, Runx1 (AML1), UBF, Beta2/NeuroD, CREB, c-Jun, C/EBPβ, NF-E2, SREBP, IRF2, Sp3, YY1, KLF13, EVI1, BCL6, HNF-4, ER81 and FOXO4 (AFX). [18]

Multisubunit HAT complexes Edit

The formation of multisubunit complexes has been observed to modulate the substrate specificity of HATs. [10] In general, while recombinant HATs are able to acetylate free histones, HATs can acetylate nucleosomal histones only when they are in their respective in vivo HAT complexes. [4] Some of the proteins that associate with HATs in these complexes function by targeting the HAT complex to nucleosomes at specific regions in the genome. [1] [10] For instance, it has been observed that HAT complexes (e.g. SAGA, NuA3) often use methylated histones as docking sites so that the catalytic HAT subunit can carry out histone acetylation more effectively. [1]

In addition, the formation of multisubunit HAT complexes influences the lysine specificity of HATs. [10] The specific lysine residues that a given HAT acetylates may become either broader or more restricted in scope upon association with its respective complex. For example, the lysine specificity of MYST family HATs toward their histone substrates becomes more restricted when they associate with their complexes. In contrast, Gcn5 acquires the ability to acetylate multiple sites in both histones H2B and H3 when it joins other subunits to form the SAGA and ADA complexes. [3] Moreover, the acetylation site specificity of Rtt109 is dictated by its association with either Vps75 or Asf1. [17] When in complex with the former, Rtt109 acetylates H3K9 and H3K27, but, when in complex with the latter, it preferentially acetylates H3K56. [6]

The catalytic activity of HATs is regulated by two types of mechanisms: (1) interaction with regulatory protein subunits and (2) autoacetylation. [6] A given HAT may be regulated in multiple ways, and the same effector may actually lead to different outcomes under different conditions. [3] Although it is clear that the association of HATs with multiprotein complexes provides a mechanism for the regulation of both HAT activity and substrate specificity in vivo, the molecular basis for how this actually occurs is still largely unknown. [6] However, data suggests that associated subunits may contribute to catalysis at least in part by facilitating productive binding of the HAT complex to its native histone substrates.

The MYST family of HATs, p300/CBP, and Rtt109 have all been shown to be regulated by autoacetylation. [6] Human MOF as well as yeast Esa1 and Sas2 are autoacetylated at a conserved active site lysine residue, and this modification is required for their function in vivo. Human p300 contains a highly basic loop embedded in the middle of its HAT domain that is hyperacetylated in the active form of the enzyme. [6] [7] It has been proposed that, upon autoacetylation, this loop is released from the electronegative substrate binding site where it sits in the inactive HAT. [21] Acetylation of yeast Rtt109 at Lys290 is also required for it to exhibit full catalytic activity. [22] Some HATs are also inhibited by acetylation. For example, the HAT activity of the nuclear receptor coactivator ACTR is inhibited upon acetylation by p300/CBP. [3]

Histone acetyltransferases (HATs) and histone deacetylases (HDACs) are recruited to their target promoters through physical interactions with sequence-specific transcription factors. They usually function within a multisubunit complex in which the other subunits are necessary for them to modify histone residues around the binding site. These enzymes can also modify non-histone proteins.


Enzymes Involved in DNA Replication | Prokariota

The following points highlight the seven important enzymes involved in the process of DNA replication of prokaryotes. The enzymes are: 1. DNA Polimeraza 2. Primase 3. Polynucleotide Ligase 4. Endonucleases 5. Pilot Proteins 6. Helicase 7. Single-Strand Binding (SSB) Protein.

Enzyme # 1. DNA Polymerase:

Polimeraza DNA jest głównym enzymem replikacji DNA. DNA polymerase activity was discovered by Kornberg in 1956 this activity was due to DNA polymerase I. E. coli has four more enzymes, DNA polymerase II, III (Table. 28.1), IV and V DNA polymerase III (Pol III) is concerned with DNA replication, while the remaining four enzymes are involved in DNA repair.

All DNA polymerases require the following:

(2) A short primer (either RNA or DNA), and

(3) A free 3′ -OH in the primer.

They add one nucleotide at a time to the free 3′ -OH of the primer, and extend the primer chain in 5′ → 3′ direction.

DNA polymerase I enzyme provides the major part of activity in E. coli. It is chiefly a DNA repair enzyme, and is used for in vitro DNA replication.

This enzyme has the following three activities:

(i) The 5′ → 3′ polymerase activity is responsible for primer extension or DNA synthesis.

(ii) The 5′ → 3′ exonuclease activity is involved in excision of DNA strands during DNA repair it removes

10 bases at a time. An exonuclease digests nucleic acids (here DNA) from one end, and it does not cut DNA internally.

(iii) The 3′ → 5′ exonuclease activity is responsible for proof-reading.

In this case, only one nucleotide is removed at a time. The polymerase action does commit errors in DNA synthesis. DNA polymerase is known to scrutinize the new bases added to the growing chain and to delete or remove the wrong bases this is called proof-reading. Proof-reading activity reduces errors in replication by over 100 – fold.

DNA polymerase I is encoded by gene polA, has a single polypeptide, and can initiate replication in vitro at a nick in a DNA duplex. It can be cleaved by proteolytic treatments into a large and a small fragments. This large fragment, called Klenow fragment, lacks 5′ → 3′ exonuclease activity and is used for in vitro DNA replication.

DNA polymerase II enzyme functions in DNA-repair. It has 5′ → 3′ polymerase and 3′ → 5′ exonuclease activities, and uses as template only such DNA duplexes that have short gaps.

DNA polymerase III enzyme is responsible for DNA replication in vivo. It has 5’→ 3′ polymerase and 3’→ 5′ exonuclease activities. It catalyzes DNA synthesis at very high rates, e.g., 15,000 bases/min at 37°C. It is composed of several subunits. A DNA polymerase molecule has the following 4 functional sites involved in polymerase activity (Fig. 28.15).

(i) Template site binds the strand serving as template during replication.

(ii) Primer site binds to the primer used for DNA replication.

(iii) Primer terminus site binds only to such primers that have free 3′ -OH.

(iv) The nucleotide triphosphate site binds to the deoxynucleotide 5′-triphosphate that is comple­mentary to the corresponding nucleotide of the template. It also catalyzes the formation of phosphodiester bond between the 5′ phosphate of this nucleotide and the 3′ -OH of the terminal primer nucleotide.

[In addition, the polymerase mole-cule has (5) a 3′ → 5′ exonuclease site and (6) a 5’→ 3′ exo­nuclease site (in case of DNA polymerase I only)].

In case of eukaryotes, at least nine different DNA polymerases are found Table 28.2 lists the properties of five of these enzymes. DNA polymerase δ replicates the leading strand, while DNA polymerase ϵ synthesizes the lagging strand.

DNA polymerase α catalyzes priming of both the strands. DNA polymerases ξ, η, τ, and k are all nuclear DNA repair enzymes. DNA polymerase y is found in mitochondria and catalyzes replication of mtDNA.

Enzym # 2. Primase:

This enzyme activity catalyzes the synthesis of RNA primers to initiate DNA replication. In E. coli, DnaG functions as primase. But in eukaryotes, DNA polymerase α provides this function. There are, however, several other ways in which primers are produced, e.g., the 3′-OH generated by a nick in the template DNA molecule.

Enzym # 3. Polynucleotide Ligase:

DNA ligase or polynucleotide ligase catalyzes the formation of phosphodiester linkage between two immediate neighbour nucleotides of a DNA strand. Thus it seals the nicks remaining in a DNA strand either following DNA replication or DNA repair. However, this enzyme cannot fill the gaps in DNA strands.

Enzym # 4. Endonucleases:

An endonuclease produces an internal cut (single- or double-stranded) in a DNA molecule. But a restriction endonuclease produces cuts only at those sites that have a specific base sequence. During DNA replication, an endonuclease may induce a nick to initiate DNA replication, or it may induce nicks to generate a swivel for DNA unwinding. Restriction endonucleases are required for DNA repair.

Enzym # 5. Pilot Proteins:

Pilot proteins are produced by most viruses. The type of pilot proteins associated with viral genome determines whether the viral DNA will undergo replication or it would support transcription.

Enzym # 6. Helicase:

Helicase effects strand separation at the forks and uses one ATP molecule for each base that is separated. In E. coli, DNA functions as helicase this protein is a hexamer and it moves with the replication fork.

Enzym # 7. Single-Strand Binding (SSB) Protein:

SSB protein binds to single-stranded DNA, and prevents it from forming duplex DNA or secondary structures. SSB binds as a monomer, but it binds cooperatively in that binding of one SSB molecule facilitates binding of more SSB monomers to the same DNA strand. E. coli SSB is a tetramer.


Which enzyme catalyzes transcription and which translation? - Biologia

  1. The repressor will bind to lactose when it is removed from the operator.
  2. The repressor will bind the operator in the presence of lactose.
  3. The repressor will not bind the operator in the presence of lactose.
  4. The repressor will not bind the operator in the absence of lactose.
  1. The DNA will have many methyl molecules.
  2. The DNA will have many acetyl molecules.
  3. The DNA will have few methyl groups.
  4. The histones will have many acetyl groups.
  1. The DNA will have many methyl molecules.
  2. The DNA will have many acetyl molecules.
  3. The DNA will have few methyl groups.
  4. The histones will have few acetyl groups.
The level of transcription of a gene is tested by creating deletions in the gene as shown in the illustration. These modified genes are tested for their level of transcription: (++) normal transcription levels (+) low transcription levels (+++) high transcription levels. Which deletion is in an enhancer involved in regulating the gene?

Which deletion is in a repressor involved in regulating the gene?

The diagram provided shows different regions (1-5) of a pre-mRNA molecule, a mature-mRNA molecule, and the protein corresponding to the mRNA. A mutation in which region is most likely to be damaging to the cell? What do regions 1 and 5 correspond to? What are regions 1 through 5 in the diagram?
  1. 1, 3, and 5 are exons 2 and 4 are introns.
  2. 2 and 4 are exons 1,3, and 5 are introns.
  3. 1 and 5 are exons 2, 3, and 4 are introns.
  4. 2, 3, and 4 are exons 1 and 5 are introns.
A mutation results in the formation of the mutated mature-mRNA as indicated in the diagram. Describe what type of mutation occurred and what the likely outcome of the mutation is.
  1. Mutation in the GU-AG sites of introns produced a non-functional protein.
  2. A transversion mutation in the introns led to alternative splicing, producing a functional protein.
  3. A transversion mutation in the GU-AG site mutated this mRNA, producing a non-functional protein.
  4. Transition mutations in the introns could produce a functional protein.

The diagram illustrates the role of p53 in response to UV exposure. What would be the result of a mutation in the p53 gene that inactivates it?
  1. Skin will peel in response to UV exposure.
  2. Apoptosis will occur in response to UV exposure.
  3. No DNA damage will occur in response to UV exposure.
  4. No peeling of skin will occur in response to UV exposure.

What happens when tryptophan is present?

  1. The repressor binds to the operator, and RNA synthesis is blocked.
  2. RNA polymerase binds to the operator, and RNA synthesis is blocked.
  3. Tryptophan binds to the repressor, and RNA synthesis proceeds.
  4. Tryptophan binds to RNA polymerase, and RNA synthesis proceeds.

What happens in the absence of tryptophan?

  1. RNA polymerase binds to the repressor
  2. the repressor binds to the promoter
  3. the repressor dissociates from the operator
  4. RNA polymerase dissociates from the promoter

Anabaena is a simple multicellular photosynthetic cyanobacterium. In the absence of fixed nitrogen, certain newly developing cells along a filament express genes that code for nitrogen-fixing enzymes and become non-photosynthetic heterocysts. The specialization is advantageous because some nitrogen-fixing enzymes function best in the absence of oxygen. Heterocysts do not carry out photosynthesis but instead provides adjacent cells with fixed nitrogen and receives fixed carbon and reduced energy carriers in return. As shown in the diagram above, when there is low fixed nitrogen in the environment, an increase in the concentration of free calcium ions and 2-oxyglutarate stimulates the expression of genes that produce two transcription factors (NtcA and HetR) that promote the expression of genes responsible for heterocyst development. HetR also causes production of a signal, PatS, that prevents adjacent cells from developing as heterocysts. Based on your understanding of the ways in which signal transmission mediates cell function, which of the following predictions is most consistent with the information given above?


The biology of Lonp1: More than a mitochondrial protease

5.3 LONP1 and the regulation of heme

LONP1 is involved in heme biosynthesis, a biochemical pathway that occurs partly in the cytoplasm and partly in the mitochondria, and that involves eight enzymes. The first reaction of the pathway, namely, the condensation of glycine and succinyl-CoA to form 5-aminolevulinate (ALA), CoA, and CO2 occurs in mitochondria and is catalyzed by 5-aminolevulinate synthase (ALAS). ALAS1 gene encodes the housekeeping isoform of ALAS, termed ALAS1 ( Stojanovski et al., 2019 Tian et al., 2011 ). Heme exerts a negative feedback repression in numerous tissues, down-regulating the expression of ALAS1 in isolated mitochondria of human hepatocellular carcinomas, the effect of heme on ALAS-1 protein levels was abrogated by treatment with MG-262, an inhibitor of LONP1 or by silencing of endogenous LONP1 using LONP1-specific siRNA. These data suggested that LONP1 is involved in heme-mediated ALAS-1 turnover, even if the molecular mechanism of heme-mediated mitochondrial ALAS-1 degradation has not be clear ( Tian et al., 2011 ). Since uncontrolled upregulation of ALAS-1 is condition sine qua non of acute attacks of inherited disorders named hepatic porphyrias ( Tian et al., 2011 ), LONP1 could be involved in pathological conditions caused by impairment in the heme pathway.

Cystathionine β-synthase (CBS) is a heme protein involved in cysteine and homo-cysteine metabolism and in generation of H2S in mammalian cells ( Teng et al., 2013 Wang, 2002, 2012 Welch and Loscalzo, 1998 ). In mitochondria of liver, CBS protein is present at a low amount. Inhibition of LONP1 in Hep3B cells through treatment with MG132 or use of siRNA increased amount of CBS protein, suggesting that LONP1 is able to regulate CBS turnover ( Teng et al., 2013 ). It has been shown that under normoxic condition, oxygen binds heme of CBS, causing a change in the conformation of protein resulting in the availability of heme to be recognized and degraded by LONP1, while ischemia/hypoxia leads to the deoxygenation of heme that could not be recognized by LONP1 resulting in increased levels of CBS in mitochondria ( Teng et al., 2013 ).


Problem: Which of the following is the enzyme complex that catalyzes transcription in bacterial cells?A. protein-dependent DNA polymeraseB. RNA-dependent DNA polymeraseC. DNA-dependent RNA polymeraseD. DNA-dependent DNA polymeraseE. protein-dependent RNA polymeraseF. RNA-dependent RNA polymerase

Which of the following is the enzyme complex that catalyzes transcription in bacterial cells?

A. protein-dependent DNA polymerase

B. RNA-dependent DNA polymerase

C. DNA-dependent RNA polymerase

D. DNA-dependent DNA polymerase

E. protein-dependent RNA polymerase

F. RNA-dependent RNA polymerase

Często Zadawane Pytania

Jakie pojęcie naukowe musisz znać, aby rozwiązać ten problem?

Our tutors have indicated that to solve this problem you will need to apply the DNA Transcription concept. You can view video lessons to learn DNA Transcription. Or if you need more DNA Transcription practice, you can also practice DNA Transcription practice problems.


Types of Enzymes Involved in DNA Synthesis and Cloning: 7 Types

The seven types of enzymes are: (1) Alkaline Phosphatase (2) Terminal Transferase (3) Thermo-stable DNA Polymerases (4) Bacteriophage RNA Polymerases (5) Nucleases: DNase and RNase (6) Polynucleotide Kinase and (7) DNA Ligase.

Type # A. Alkaline Phosphatase:

Alkaline phosphatase removes 5′ phosphate groups from DNA and RNA (Fig. 13.4). It will also remove phosphates from nucleotides and proteins. These enzymes are most active at alkaline pH therefore known as alkaline phosphatase.

There are several sources of alkaline phosphatase that differ in how easily they can in-activated:

1. Bacterial alkaline phosphatase (BAP) is the most active of the enzymes, but also the most difficult to destroy at the end of the dephosphorylation reaction.

2. Calf intestinal alkaline phosphatase (CIP) is purified from bovine intestine. This is phosphatase most widely used in molecular biology labs because, although less active than BAP, it can be effectively destroyed by protease digestion or heat (75 °C for 10 minutes in the presence of 5 mM EDTA).

3. Shrimp alkaline phosphatase is derived from a cold-water shrimp and is promoted for being readily destroyed by heat (65°C for 15 minutes).

There are two primary uses for alkaline phosphatase in DNA manipulations:

1. Removing 5′ phosphates from plasmid and bacteriophage vectors that have been cut with a restriction enzyme. In subsequent ligation reactions, this treatment prevents self-ligation of the vector and thereby greatly facilitates ligation of other DNA fragments into the vector (e.g. sub-cloning).

2. Removing 5′ phosphates from fragments of DNA prior to labeling with radioactive phosphate. Polynucleotide kinase is much more effective in phosphorylating DNA if the 5′ phosphate has previously been removed.

It is usually recommended that dephosphorylation of DNAs with blunt or 5′-recessed ends be conducted using a higher concentration alkaline phosphatase or at higher temperatures than for DNAs with 5′ overhangs.

Rodzaj # B. Terminal Transferase:

Terminal transferase catalyzes the addition of nucleotides to the 3′ terminus of DNA. Interestingly, it works on single-stranded DNA, including 3′ overhangs of double-stranded DNA, and is thus an example of a DNA polymerase that does not require a primer. It can also add homo-polymers of ribo-nucleotides to the 3′ end of DNA. The much preferred substrate for this enzyme is protruding 3′ ends, but it will also, less efficiently, add nucleotides to blunt and 3′-recessed ends of DNA fragments. Cobalt is a necessary cofactor for activity of this enzyme.

1. Labeling the 3′ ends of DNA:

Most commonly, the substrate for this reaction is a fragment of DNA generated by digestion with a restriction enzyme that leaves a 3′ overhang, but oligodeoxynucleotides can also be used. When such DNA is incubated with tagged nucleotides and terminal transferase, a string of the tagged nucleotides will be added to the 3′ overhang or to the 3′ end of the oligonucleotide (Fig. 13.5).

2. Adding Complementary Homopolymeric Tails to DNA:

This clever procedure was commonly used in the past to clone cDNAs into plasmid vectors, but has largely been replaced by other, much more efficient techniques. The principles of this technique are depicted in the Figure 13.6. Basically, terminal transferase is used to tail a linearized plasmid vector with G’s and the cDNA with C’s. When incubated together, the complementary G’s and C’s anneal to “insert” the cDNA into the vector, which is then transformed into E. coli.

Terminal transferase is a mammalian enzyme, expressed in lymphocytes. The enzyme purchased commercially is usually produced by expression of the bovine gene in E. coli.

Rodzaj # C. Thermo-stable DNA Polymerases (TAQ Polymerase):

It is interesting how some unimportant discoveries become something of immense practical importance after some time. Such is the history of Taq DNA polymerase. The original report of this enzyme, purified from the hot springs bacterium Thermus aquaticus, was published in 1976 (Fig. 13.7). Roughly 10 years later, the polymerase chain reaction was developed and shortly thereafter “Taq” became a household word in molecular biology circles. Currently, the world market for Taq polymerase is in the hundreds of millions of dollars each year.

The thermophilic DNA polymerases, like other DNA polymerases, catalyze template-directed synthesis of DNA from nucleotide triphosphates. A primer having a free 3′ hydroxyl is required to initiate synthesis and magnesium ion is necessary.

In general, they have maximal catalytic activity at 75° to 80°C, and substantially reduced activates at lower temperatures. At 37°C, Taq polymerase has only about 10% of its maximal activity. In addition to Taq DNA polymerase, several other thermostable DNA polymerases have been isolated and expressed from cloned genes. Three of the most used polymerases are described in the Table 13.2.

Rodzaj # D. Bacteriophage RNA Polymerases:

Phage-encoded DNA-dependent RNA polymerases are used for in vitro transcription to generate defined RNAs. Most commonly, the reaction utilizes ribo-nucleotides that are labeled with radio-nuclides or some other tag, and the resulting labeled RNA is used as a probe for hybridization. Other applications of in vitro transcription including making RNAs for in vitro translation or to study RNA struction and function. Several bacteriophage RNA polymerases are commercially available. They are named after the phage that encodes them, and either purified from phage-infected bacteria or produced as recombinant proteins.

Many of the plasmids used for carrying cloned DNA incorporate promoters for bacteriophage RNA polymerases adjacent to the cloning site. This allows one to readily obtain either mRNA sense or antisense transcripts from the inserted DNA. The process is often called run-off transcription, because the plasmid is cut with a restriction enzyme downstream of the inserted DNA, which causes the polymerase to fall off the template when it reaches that spot.

If we assume that the RNA transcribed (Fig. 13.8) has the polarity of a mRNA (e.g. sense), it is easy to modify the construct to express an antisense RNA – simply reverse the orientation of the transcribed region. Indeed, most plasmids used for in vitro transcription have two different phage polymerase promoters flanking the insertion site, which allows transcription of sense RNA with one polymerase and antisense with the other.

Rodzaj # E. Nucleases: DNase and RNase:

Most of the time nucleases are the enemy of the molecular biologist who is trying to preserve the integrity of RNA or DNA samples. However, deoxyribonucleases (DNases) and ribonucleases (RNases) have certain indispensible roles in molecular biology laboratories.

Numerous types of DNase and RNase have been isolated and characterized. They differ among other things in substrate specificity, cofactor requirements, and whether they cleave nucleic acids internally (endonucleases), chew in from the ends (exonucleases) or attack in both of these modes.

In many cases, the substrate specificity of a nuclease depends upon the concentration of enzyme used in the reaction, with high concentrations promoting less specific cleavages. The most widely used nucleases are DNase I and RNase A, both of which are purified from bovine pancreas: Deoxyribonuclease I cleaves double-stranded or single stranded DNA. Cleavage preferentially occurs adjacent to pyrimidine (C or T) residues, and the enzyme is therefore an endonuclease. Major products are 5′-phosphorylated di, tri and tetra nucleotides.

In the presence of magnesium ions, DNase I hydrolyzes each strand of duplex DNA independently, generating random cleavages. In the presence of manganese ions, the enzyme cleaves both strands of DNA at approximately the same site, producing blunt ends or fragments with 1-2 base overhangs. DNase I does not cleave RNA, but crude preparations of the enzyme are contaminated with RNase A RNase-free DNase I is readily available.

Aplikacje:

1. Eliminating DNA (e.g. plasmid) from preparations of RNA.

2. Analyzing DNA-protein interactions via DNase foot printing.

3. Nicking DNA prior to radio-labeling by nick translation.

Ribonuclease A is an endoribonuclease that cleaves single-stranded RNA at the 3′ end of pyrimidine residues. It degrades the RNA into 3′-phosphorylated mononucleotides and oligonucleotides. The major use of RNase A is eliminating or reducing RNA contamination in preparations of plasmid DNA.

Mapping mutations in DNA or RNA by mismatch cleavage:

RNase will cleave the RNA in RNA-DNA hybrids at sites of single base mismatches, and the cleavage products can be analyzed. A number of other nucleases that are used to manipulate DNA and RNA are described in the Table 13.3.

a. Exonucleases are enzymes (found as individual enzymes, or as parts of larger enzyme complexes) that cleave nucleotides one at a time from an end of a polynucleotide chain. These enzymes hydrolyze phosphodiester bonds from either the 3′ or 5′ terminus of a polynucleotide molecule (Fig. 13.9).

b. Endonucleases are enzymes that cleave the phosphodiester bond within a polynucleotide chain, in contrast to exonucleases, which cleave phosphodiester bonds at the end of a polynucleotide chain. Restriction endonucleases (Restriction Enzymes) cleave DNA at specific sites, and are divided into three categories, Type I, Type II, and Type III, according to their mechanism of action. These enzymes are often used in genetic engineering to make recombinant DNA for introduction into bacterial, plant, or animal cells (Fig. 13.10).

Rodzaj # F. Polynucleotide Kinase:

Polynucleotide kinase (PNK) is an enzyme that catalyzes the transfer of a phosphate from ATP to the 5′ end of either DNA or RNA. It is a product of the T4 bacteriophage, and commercial preparations are usually products of the cloned phage gene expressed in E. coli.

The enzymatic activity of PNK is utilized in two types of reactions:

1, In the “forward reaction”, PNK transfers the gamma phosphate from ATP to the 5′ end of a polynucleotide (DNA or RNA). The target nucleotide is lacking a 5′ phosphate either because it has been dephosphorylated or has been synthesized chemically.

2. In the “exchange reaction”, target DNA or RNA that has a 5′ phosphate is incubated with an excess of ADP, PNK will first transfer the phosphate from the nucleic acid onto an ADP, forming ATP and leaving a dephosphorylated target. PNK will then perform a forward reaction and transfer a phosphate from ATP onto the target nucleic acid (Fig. 13.11).

As you might expect, the efficiency of phosphorylating via the exchange reaction is considerably less than for the forward reaction. In addition to its phosphorylating activity, PNK also has 3′ phosphatase activity, although this has little significance to molecular technologists.

There are two major indications for phosphorylating nucleic acids and hence uses of PNK are:

1. Phosphorylating linkers and adaptors (fragments of DNA ready for ligation) which require a 5′ phosphate. This includes products of polymerase chain reaction, which are typically generated using non-phosphorylated primers.

2. Radiolabelling oligonucleotides, usually with 32P, for use as hybridization probes. PNK is inhibited by small amounts of ammonium ions, so ammonium acetate should not be used to precipitate nucleic acids prior to phosphorylation. Low concentrations of phosphate ions, or NaCl concentrations greater than about 50 mM, also inhibit this enzyme.

Rodzaj # G. DNA Ligase:

The term recombinant DNA includes the concept of recombining fragments of DNA from different sources into a new and useful DNA molecule. Joining linear DNA fragments together with covalent bonds is called ligation. More specifically, DNA ligation involves creating a phosphodiester bond between the 3′ hydroxyl of one nucleotide and the 5′ phosphate of another.

The enzyme used to ligate DNA fragments is T4 DNA ligase, which originates from the T4 bacteriophage. This enzyme will ligate DNA fragments having overhanging, cohesive ends that are annealed together, as in the EcoRI (Fig. 13.12). This is equivalent to repairing “nicks” in duplex DNA. T4 DNA ligase will also ligate fragments with blunt ends, although higher concentrations of the enzyme are usually recommended for this purpose.


Obejrzyj wideo: Transkrypcja i translacja: od DNA do białka (Może 2022).


Uwagi:

  1. Gardarr

    Blog jest super, polecam znajomym!

  2. Taugar

    Brzmi całkowicie w sposób uwodzicielski

  3. Harvey

    Napisz do mnie na PM, porozmawiamy.

  4. Hubbard

    Niezły blog, przeczytaj - dodałem go do zakładek, pisz więcej, będę śledzić RSS.

  5. Chochuschuvio

    Co za niezbędna fraza ... fenomenalny, genialny pomysł

  6. Goltinris

    Przepraszam za wtrącanie się... Znam tę sytuację. Gotowy do pomocy.



Napisać wiadomość