Informacja

Gęstość komórek w tkankach ludzkich?

Gęstość komórek w tkankach ludzkich?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Gdzie mogę znaleźć wartości lub szacunki gęstości komórek w tkankach ludzkich? Może ogólne oszacowanie lub odrębne wartości dla różnych tkanek? A może nie człowieka, ale tkanki ssaka (które powinny być podobne)?


Cóż, Sender, Fuchs i Milo napisali artykuł, aby omówić całkowitą liczbę komórek w ciele i porównać ją z liczbą bakterii w ciele (http://dx.doi.org/10.1101/036103). Ich dyskusja jest dość pogłębiona.

Istnieje wiele sposobów na jego obliczenie, ale interesującym jest obliczenie gęstości komórek ssaków poprzez badanie DNA uzyskanego z 25 g myszy. Badacze byli w stanie ustalić, że było 3*109 komórki myszy (Baserga, 1985). Na podstawie tego badania możemy po prostu podzielić, aby znaleźć wartość „typowej” gęstości komórek ssaków – 1,2*108 komórki/g.

Jeśli chcesz poznać liczbę komórek na ml, będziesz potrzebować gęstości (g/ml) mierzonej tkanki. Jak wspomniano w komentarzach, jest to zwykle około 1 g/ml i różni się w zależności od osoby. Istnieje strona internetowa, która ma pewne gęstości tkanek dla różnych tkanek.

Baserga, R. (1985). Biologia reprodukcji komórek (Harvard University Press).


„Najczystsze” dane, jakie znam, dotyczą badań z wykorzystaniem wirowania w gradiencie gęstości. W wirowaniu w gradiencie gęstości, preparat komórek nakłada się na wierzch podłoża z gradientem gęstości, które ma większą gęstość niż woda (woda = 1 g/ml). Wirowanie wymusza gęstsze komórki przez pożywkę, podczas gdy komórki o równej lub mniejszej gęstości pozostają nad roztworem. Typowe wartości gradientów to 1,084g/ml, 1,077g/ml i 1,073g/ml, ale przydatny przegląd techniki można znaleźć tutaj. Zgodnie z instrukcją dla jednego produktu gradientu gęstości, Ficoll-Paque PREMIUM (przeszukaj stronę GE), GE Lifesciences mówi:

Ficoll-Paque PREMIUM 1.073 może być stosowany do izolacji ludzkich komórek jednojądrzastych o mniejszej gęstości, na przykład mezenchymalnych komórek zrębu/macierzystych lub monocytów. Limfocyty i granulocyty o większej gęstości będą sedymentować przez Ficoll-Paque PREMIUM 1.073 na dnie probówki, wzbogacając w ten sposób komórki o mniejszej gęstości na granicy faz. Ficoll-Paque PREMIUM 1.073 okazał się lepszy od Ficoll-Paque PREMIUM w izolowaniu mezenchymalnych komórek macierzystych z ludzkiego szpiku kostnego (56).

Ficoll-Paque PREMIUM 1,084 może być stosowany do przygotowania frakcji komórkowych, w tym ludzkich komórek jednojądrzastych o wyższej gęstości lub do izolacji limfocytów tworzących rozety z autologicznymi krwinkami czerwonymi (15). Może być również stosowany do oddzielania komórek krwi od myszy i szczurów, ponieważ limfocyty u gryzoni mają nieco wyższą średnią gęstość niż limfocyty u ludzi (50, 51).

Jeśli chciałbyś spróbować ocenić gęstość izolowanych komórek w „stałych” tkankach, twoje wyniki wymagałyby ostrożnego (często enzymatycznego) uwolnienia komórek z ich integralnego kontaktu z macierzą zewnątrzkomórkową i innymi komórkami. Zakładam też, że możesz spróbować kawałków tkanki.

Wirowanie w gradiencie gęstości można również przeprowadzić przez nawarstwianie proporcji mediów gradientowych o dwóch gęstościach, co skutkuje ciągłym gradientem i bardziej zniuansowaną separacją.

Komórki krwi TL;DR są nieco gęstsze niż woda.


Cześć, jestem tu nowy, czytałem to i dodałbym do tego własne przekonania. i większość nie pójdzie za tym, ale… Gęstość jest miarą złożoności. Gęstość to energia + informacja. Opierając się na naszej ludzkiej budowie, jej jedyną logiką jest gęstość naszego ciała zbliżona do gęstości wody, ale z prawem doboru naturalnego istot żywych i czynnikiem reprodukcji istot nieżywych, takich jak gwiazdy i galaktyki, doszedłem do wniosku, że rzecz do zrozumienia za tym wszystkim kryje się ten proces, to coś, co napędza energię lub materię do zmiany w coś innego, energię (lub równą w materii) + informację, że coś jest kolejnym kołem w naszym rozumieniu.


Inżynieria mikrośrodowiska do montażu ludzkiej tkanki sercowej na platformie serce na chipie

Nowa, plastikowa platforma typu „serce na chipie” zdolna do ciągłego, nieinwazyjnego monitorowania siły czynnej i napięcia biernego.

Pośrednia gęstość wysiewu skutkuje wysoce wyrównaną tkanką serca z minimalnym wkładem komórek.

Fibroblasty serca i mezenchymalne komórki macierzyste są równie skuteczne jako populacja komórek podtrzymujących tworzenie tkanki serca.

Wolniejsze zwiększanie częstotliwości kondycjonowania elektrycznego (1 Hz/tydzień) jest korzystniejsze niż szybsze zwiększanie (0,2 Hz/dzień).

Hydrożel fibrynowy wzmacnia strukturę serca na platformie narządu na chipie w porównaniu z hydrożelem kolagenowym.


Opcje dostępu

Uzyskaj pełny dostęp do dziennika przez 1 rok

Wszystkie ceny są cenami NETTO.
VAT zostanie doliczony później w kasie.
Obliczenie podatku zostanie sfinalizowane podczas realizacji transakcji.

Uzyskaj ograniczony czasowo lub pełny dostęp do artykułów w ReadCube.

Wszystkie ceny są cenami NETTO.


Szkoła Medyczna Kolumbii

Nasz dział jest zaangażowany w zapewnianie rygorystycznej edukacji w zakresie nauk anatomicznych i biologii komórki. Nasi wykładowcy i studenci regularnie zdobywają stypendia, prestiżowe stypendia i otrzymują stypendia.

Badania interdyscyplinarne

Nasi członkowie wydziału pracują w zespołach badawczych w ramach School of Medicine, systemu University of South Carolina i nie tylko. Te relacje dają nam dostęp do najlepszych w swojej klasie technologii i różnorodnych obszarów badań. Partnerstwa okazały się skuteczne, nasi studenci i wykładowcy zdobyli liczne nagrody wspierające ich badania.

Obszary zainteresowań badawczych

Pomimo postępów w naszej wiedzy na temat rozwoju układu sercowo-naczyniowego, wady wrodzone tego układu pozostają wiodącymi formami wad wrodzonych u ludzi. Badania mają na celu wyjaśnienie podstawowych komórkowych i molekularnych mechanizmów rozwoju układu sercowo-naczyniowego, aby umożliwić lepsze metody wykrywania i leczenia wad wrodzonych tego układu. W połączeniu z analizami mikroskopowymi, biochemicznymi i molekularnymi wykorzystuje się różnorodne najnowocześniejsze modele hodowli komórkowych i modele zwierzęce.

Choroba sercowo-naczyniowa jest główną przyczyną zgonów w Stanach Zjednoczonych i obejmuje szereg stanów, takich jak miażdżyca, zawał mięśnia sercowego (atak serca), nadciśnienie, kardiomiopatia przerostowa i inne. Badania na wydziale mają na celu pogłębienie wiedzy na temat komórkowych i molekularnych mechanizmów chorób serca oraz ich przełożenia na zmiany w funkcjonowaniu narządów. Badania te wymagają zintegrowanego podejścia w wielu dyscyplinach, a wydziały nawiązały liczną współpracę z naukowcami z Uniwersytetu Południowej Karoliny i innych instytucji. Ostatecznym celem tego obszaru badań jest opracowanie lepszych strategii leczenia chorób serca.

Prawidłowe funkcjonowanie naczyń krwionośnych ma kluczowe znaczenie dla dostarczania tlenu, składników odżywczych i innych materiałów do tkanek organizmu. Choroby układu naczyniowego, w tym miażdżyca i tętniaki, są powszechne, szczególnie w Karolinie Południowej. Badania w Zakładzie skupiają się na wyjaśnieniu mechanizmów chorób naczyniowych oraz opracowaniu skuteczniejszych strategii wykrywania i leczenia tych chorób. Badania te obejmują innowacyjne modele in vitro i zwierzęce oraz badanie próbek pacjentów. Badania te prowadzone są we współpracy z badaczami z Kolegium Inżynierii i Informatyki oraz wydziału klinicznego Kliniki Chirurgii.

Badania z zakresu biologii rozrodu w Zakładzie koncentrują się na procesach rozwojowych męskiego i żeńskiego układu rozrodczego podczas rozwoju poporodowego oraz mechanizmów kontrolnych w wieku dorosłym. Badania te mają na celu zrozumienie mechanizmów niepłodności, zaburzeń endokrynologicznych spowodowanych zanieczyszczeniami środowiskowymi oraz podstawowych nauk o funkcji podwzgórza, przedniego płata przysadki i gonad.

Inżynieria biomedyczna to szybko rozwijająca się, interdyscyplinarna dziedzina, która obejmuje zastosowanie koncepcji inżynieryjnych i podejść analitycznych do szerokiego zakresu problemów związanych ze zdrowiem, od przewidywania wzorców przepływu krwi w guzach po projektowanie urządzeń ortopedycznych, takich jak protezy stawu kolanowego i biodrowego. Dziedzina czerpie z narzędzi i ram koncepcyjnych, takich jak mechanika płynów i przetwarzanie sygnałów, z szerokiego spektrum tradycyjnych dyscyplin inżynieryjnych, w tym inżynierii chemicznej, inżynierii mechanicznej, elektrotechniki i informatyki. Szereg wydziałów w School of Medicine stosuje podejścia inżynierii biomedycznej do szerokiej gamy problemów i zagadnień medycznych, które obejmują opracowywanie nowych sposobów naprawy przepuklin brzusznych, zrozumienie, w jaki sposób przepływ płynów wpływa na rozwój zastawek serca i tworzenie modeli matematycznych do przewidywania pęknięcia blaszki miażdżycowej .

Inżynieria biomedyczna USC »

Medycyna regeneracyjna to szybko rozwijająca się dziedzina, która obejmuje różnorodne dyscypliny mające na celu wymianę, naprawę lub regenerację ludzkich tkanek lub narządów w celu przywrócenia lub przywrócenia normalnego funkcjonowania. Miliony ludzi cierpią z powodu szerokiego wachlarza chorób i powikłań, które są obecnie leczone za pomocą nowych terapii medycyny regeneracyjnej. Celem badań grupy wydziałów Szkoły Medycznej jest opracowanie biokompatybilnych tkanek i sposobów leczenia wielu chorób i patologii. Zastawki serca, chrząstki, kości, rogówki i gojenie się ran to przykłady tkanek i chorób, które badają te laboratoria. Co więcej, wiele z nich włączyło wykorzystanie komórek macierzystych, które zapewniają niezbędny składnik komórkowy do tworzenia tych konstruktów in vitro. W rezultacie rozwój biokompatybilnych tkanek przy użyciu własnych komórek żywiciela może złagodzić problem niedoboru narządów dostępnych do dawstwa.

Kursy podstawowe

Jest to kurs systemowy, który zapewnia studentom studiów licencjackich w programie inżynierii biomedycznej podstawy anatomii i fizjologii człowieka. Kurs stanowi wprowadzenie do wzajemnych relacji między strukturą tkanki/narządu a fizjologią oraz omówienie zmian w strukturze tkanki/narządu, które występują w powszechnych stanach patologicznych. Kurs pokazuje również, w jaki sposób podejścia inżynierskie mogą promować zrozumienie tych relacji. Omówiono najnowsze osiągnięcia inżynierii biomedycznej i ich związek z podstawową anatomią i fizjologią. Kurs obejmuje wykład i zajęcia laboratoryjne.

Ten kurs jest przede wszystkim kursem opartym na literaturze, przeznaczonym dla studentów studiów magisterskich z zainteresowaniami badawczymi w dziedzinie biologii reprodukcyjnej kobiet. Poruszane tematy obejmują cykl menstruacyjny kobiet i cykle rujowe różnych zwierząt, oś podwzgórze-przysadka-gonady, steroidogenezę jajników, ciążę i rozwój gonad. Konkretne omawiane tematy chorób są dostosowane do zainteresowań studenta, mogą obejmować niepłodność, zespół policystycznych jajników, endometriozę i mięśniaki macicy.

Ten kurs jest przeznaczony dla studentów, którzy interesują się układem sercowo-naczyniowym. Kurs w dużej mierze opiera się na podstawowej literaturze naukowej. Tematyka zajęć obejmuje podstawy rozwoju i fizjologii układu sercowo-naczyniowego oraz wrodzone wady układu krążenia i specyficzne patologie układu sercowo-naczyniowego, w tym zawał mięśnia sercowego, nadciśnienie, miażdżycę, wady zastawkowe i inne. Uwzględniono również dyskusje, które koncentrują się na wykrywaniu i leczeniu chorób sercowo-naczyniowych.

Podstawowym celem Medical Embriology and Gross Anatomy (MEGA) jest zapewnienie studentom podstawowej wiedzy na temat ogólnej anatomii, embriologii i obrazowania radiologicznego całego ludzkiego ciała. Ten kurs przygotowuje studentów do zastosowania koncepcji anatomii i embriologii w naukach klinicznych oraz do zastosowania obrazowania radiologicznego w diagnostyce zaburzeń klinicznych. MEGA to intensywny, zintegrowany, 16-tygodniowy program nauczania oparty na regionach z sekcjami, nauczaniem i uczeniem się od rówieśników, a także samoukierunkowanym aktywnym uczeniem się stanowiącym podstawę laboratorium. Dodatkowe wykłady z embriologii i obrazowania stanowią podstawę kliniczną dla pozostałej części edukacji medycznej studenta.

Badana jest budowa komórek, tkanek i narządów oraz przedstawiono funkcjonalne znaczenie ich cech morfologicznych. Materiały laboratoryjne umożliwiają bezpośrednią obserwację struktur w ludziach, naczelnych innych niż ludzie i innych tkankach ssaków poprzez badanie zdigitalizowanych, oznaczonych obrazów statycznych i cyfrowych obrazów, które są wirtualnymi slajdami oglądanymi za pomocą laptopa jako „wirtualnego mikroskopu”. Oczekuje się, że studenci nauczą się „czytać” obrazy w celu identyfikacji określonych struktur, komórek, tkanek i narządów oraz zintegrowania podstawowych pojęć i zasad anatomii mikroskopowej i histofizjologii, które odnoszą się do medycyny klinicznej. Doświadczenia edukacyjne mają na celu rozwijanie umiejętności krytycznego myślenia na temat współczesnych tematów, które korelują podstawowe badania naukowe z problemami klinicznymi. Kurs zapewnia strukturalne podstawy do zrozumienia zasad, których należy się nauczyć w biochemii, fizjologii, patologii i medycynie wewnętrznej.

Jest to podstawowy kurs dla programów magisterskich Inżynierii Biomedycznej, skoncentrowany na anatomii i fizjologii człowieka z perspektywy inżynierskiej. Ciało ludzkie jest nauczane w podejściu systemowym, w którym anatomia i fizjologia są zintegrowane z zasadami inżynierii.

Jest to intensywny kurs anatomii człowieka oparty na zwłokach, prowadzony przez absolwentów kierunków związanych ze zdrowiem i biomedycyną, w tym programu Asystenta Lekarza w Szkole Medycznej. Podstawowym celem tego kursu jest zapewnienie studentom szerokiego zrozumienia anatomii i wzajemnych relacji budowy człowieka z fizjologią i patologią. Oprócz wykładu i zajęć laboratoryjnych, kurs obejmuje obrazowanie radiologiczne i ultrasonograficzne struktur anatomicznych.


Kultura organowa i histotypowa (z diagramem)

Przeczytaj ten artykuł, aby dowiedzieć się o modelu organotypowym. Model organotypowy składa się z trzech podejść do pierwotnych strukturalnych i funkcjonalnych interaktywnych relacji narządu.

Te trzy podejścia to: (1) kultury organowe, (2) kultury histotypowe i (3) kultury organotypowe.

Hodowle komórkowe są szeroko stosowane w laboratoriach na całym świecie do różnych celów. Badania in vitro na izolowanych komórkach są przydatne do zrozumienia wielu funkcji komórkowych, takich jak transkrypcja, translacja, proliferacja komórek, oddychanie i glikoliza. Zatem do badania biologii i wielu funkcji, komórki hodowane w hodowlach konwencjonalnych i jednowarstwowych mogą być odpowiednie.

Jednak do badania zintegrowanych funkcji komórkowych lub funkcji narządów wyizolowane komórki nie będą zbyt przydatne, jak wyjaśniono poniżej:

Interakcje komórkowe w funkcjach narządów:

Zachodzi interakcja między różnymi komórkami in vivo, co skutkuje kaskadą zdarzeń. Te interakcje komórkowe (głównie z powodu stymulacji hormonalnej) są bardzo ważne dla wyrażania ich funkcji, jak wskazano w poniższych przykładach.

a. Hormonalna stymulacja fibroblastów odpowiada za uwalnianie środka powierzchniowo czynnego przez komórki pęcherzyków płucnych.

b. Wiązanie się androgenów z komórkami zrębu stymuluje nabłonek prostaty.

Oprócz hormonów, czynniki odżywcze i ksenobiotyk wywierają również wpływ stymulujący na funkcjonowanie komórek w skoordynowany sposób.

Modele organotypowe:

Oddziaływania komórkowe zachodzące w systemie in vivo nie są możliwe w przypadku komórek izolowanych. Ostatnie osiągnięcia w kulturach narządowych i histotypowych skupiają się na stworzeniu modeli in vitro porównywalnych (w miarę możliwości biologicznie i funkcjonalnie) z systemami in vivo. Celem tych modeli organotypowych jest zachowanie oryginalnych strukturalnych i funkcjonalnych interaktywnych relacji narządu.

Istnieją trzy szerokie podejścia w tym kierunku:

W hodowli wykorzystuje się całe organy lub małe fragmenty organów, które zachowują szczególne i nieodłączne właściwości.

2. Kultury histotypowe:

Linie komórkowe hodowane w trójwymiarowej macierzy do wysokiej gęstości reprezentują hodowle histotypowe.

3. Kultury organotypowe:

W tym przypadku komórki z różnych linii są zestawiane w pożądanych proporcjach i stosunkach przestrzennych, aby stworzyć składnik narządu w laboratorium.

1. Kultury organów:

Pokrótce opisano zastosowanie kultur narządowych (narządów lub ich reprezentatywnych fragmentów) w odniesieniu do integralności strukturalnej, wymiany składników odżywczych i gazowych, wzrostu i różnicowania, wraz z zaletami i ograniczeniami.

Integralność strukturalna:

Jak już wspomniano, wyizolowane komórki są indywidualne, podczas gdy w hodowli narządowej komórki są zintegrowane jako pojedyncza jednostka. Połączenie między komórkami i interakcje występujące w natywnych tkankach lub narządach są w dużym stopniu zachowane. Ponieważ strukturalna integralność oryginalnej tkanki jest zachowana, powiązane komórki mogą wymieniać sygnały poprzez adhezję komórek lub komunikację.

Wymiana składników odżywczych i gazów:

W hodowli narządów nie ma układu naczyniowego. Ogranicza to dostarczanie składników odżywczych i wymianę gazową komórek. Dzieje się tak pomimo odpowiedniej dbałości w laboratorium o szybką dyfuzję składników odżywczych i gazów poprzez umieszczenie kultur narządów na granicy faz między fazą ciekłą i gazową.

W konsekwencji może wystąpić pewien stopień martwicy centralnej części narządu. Niektórzy pracownicy wolą używać wysokiego O2 koncentracja (czasami nawet czysty O2) w kulturach narządów. Ekspozycja komórek na wysokie O2 treść wiąże się z ryzykiem O2 toksyczność indukowana np. wymiana metabolitów składników odżywczych jest poważnie zaburzona.

Wzrost i zróżnicowanie:

Ogólnie rzecz biorąc, hodowle narządów nie rosną, z wyjątkiem pewnej proliferacji, która może wystąpić na zewnętrznych warstwach komórek.

Zalety kultur organowych:

i. Zapewnij bezpośredni sposób badania zachowania zintegrowanej tkanki w laboratorium.

ii. Zrozumienie funkcji biochemicznych i molekularnych narządu/tkanki staje się łatwe.

Ograniczenia kultur organowych:

i. Kultury organów nie mogą być rozmnażane, dlatego do każdego eksperymentu potrzebny jest świeży narząd od dawcy.

ii. Różnice są duże, a powtarzalność niska.

iii. Trudne w przygotowaniu, poza tym drogie.

Techniki kultury organowej:

Najważniejszym wymogiem hodowli narządów lub tkanek jest umieszczenie ich w takim miejscu, aby zachodziła optymalna wymiana składników odżywczych i gazowych.

Osiąga się to głównie poprzez utrzymywanie tkanki na granicy gazowej z następującymi podporami:

v. Pasek z pleksiglasu lub pleksiglasu.

W ostatnich latach stosuje się wkładki z dołkami filtracyjnymi, aby łatwiej uzyskać naturalną geometrię tkanek.

Procedura dla hodowli organów:

Podstawowa technika hodowli narządów składa się z następujących etapów:

1. Preparacja i pobranie tkanki narządowej.

2. Zmniejsz rozmiar tkanki według potrzeb, najlepiej do grubości mniejszej niż 1 mm.

3. Umieść tkankę na podporze na granicy medium gazowego.

4. Inkubuj w wilgotnym CO2 inkubator.

5. Zmieniaj medium (M199 lub CMRL 1066) tak często, jak chcesz.

6. Hodowlę narządów można analizować za pomocą histologii, autoradiografii i immunochemii.

Hodowla organów na siatce nośnej ze stali nierdzewnej:

Małe fragmenty tkanki można hodować na filtrze ułożonym na siatce ze stali nierdzewnej (ryc. 40.1).

Hodowla organów na wkładach z dołkami filtracyjnymi:

Wkłady z dołkami filtracyjnymi stały się bardzo popularne w kulturach narządów. Dzieje się tak głównie dlatego, że interakcja komórkowa, stratyfikacja i polaryzacja są lepsze w tych systemach hodowli. Co więcej, rekombinacja komórek w tkankę – jak gęstości i dostęp do medium i wymiany gazowej są lepsze.

Cztery różne typy studzienek filtrujących do wzrostu tkanek w postaci warstw komórek przedstawiono na ryc. 40.2.

i. Wzrost warstwy komórek na górze filtra (ryc. 40.2A).

ii. Wzrost warstw komórek na matrycy (kolagen lub matrigel) na górze filtra (ryc. 40.2B).

iii. Warstwy komórek wyrosły na interaktywnych warstwach komórek umieszczonych na spodzie filtra (ryc. 40.2C).

iv. Warstwa komórek wyrosła na matrycy z interaktywną warstwą komórek na spodzie filtra (ryc. 40.2D).

Wkłady filtracyjne z różnych materiałów (ceramika, kolagen i nitroceluloza) są obecnie dostępne na rynku do użytku w laboratoriach hodowlanych.

Wkładki z filtrem są z powodzeniem stosowane do tworzenia funkcjonalnie zintegrowanego nabłonka tarczycy, naskórka warstwowego, nabłonka jelitowego i nabłonka nerek (nerek).

2. Kultury histotypowe:

Wzrost i propagacja linii komórkowych w trójwymiarowej matrycy do wysokiej gęstości komórek reprezentują hodowle histotypowe. Zaletą tego systemu hodowli jest to, że rozproszone kultury jednowarstwowe można wykorzystać do regeneracji struktur tkankowych. Powszechnie stosowane techniki w kulturach histotypowych wykorzystują puste włókna żelowe i gąbczaste oraz sferoidy.

Technika żelu i gąbki:

Komórki (normalne lub nowotworowe) w hodowli mogą penetrować żele (kolagen) lub gąbki (żelatyna), które zapewniają matrycę do morfogenezy pierwotnych komórek. Podejście to zostało wykorzystane do rozwoju nabłonka sutka oraz niektórych struktur kanalikowych i gruczołowych.

Technika włókien pustych:

W ostatnich latach opracowano komory perfuzyjne ze złożem z plastikowych włókien kapilarnych. Zaletą stosowania pustych włókien w kulturach histotypowych jest to, że wymiana składników odżywczych i gazów jest bardziej wydajna. W miarę wzrostu komórek przyłączonych do włókien kapilarnych następuje wzrost gęstości komórek, tworząc struktury podobne do tkanek.

Wielu pracowników twierdzi, że zachowanie komórek o dużej gęstości utworzonych na pustych włóknach jest porównywalne z ich zachowaniem in vivo. Na przykład komórki raka kosmówkowego hodowane w kulturach z włóknami kapilarnymi uwalniają więcej gonadotropiny kosmówkowej niż w konwencjonalnej monowarstwie. Techniki hodowli włókien pustych są uważane za idealne systemy do przemysłowej produkcji kilku ważnych biologicznie związków. Prace w tym kierunku postępują.

Kultury trójwymiarowe:

Sferoidy w kulturze histotypowej:

Sferoidy reprezentują skupiska komórek zwykle tworzone przez ponowne połączenie zdysocjowanych hodowanych komórek. Od kilku lat wiadomo, że zdysocjowane komórki embrionalne łączą się ponownie, tworząc wyspecjalizowaną strukturę. Podstawową zasadą stosowania sferoidów w hodowli histotypowej jest to, że komórki w agregatach heterotypowych lub bomotypowych są zdolne do sortowania się w grupy, tworząc strukturę podobną do tkanki. Główną wadą sferoidów jest ograniczenie dyfuzji i wymiany składników odżywczych i gazów.

Sferoidy wielokomórkowego guza (MCTS):

Wielokomórkowe sferoidy nowotworowe stanowią model proliferacji in vitro do badań na komórkach nowotworowych. Trójwymiarowa struktura MCTS umożliwia prowadzenie badań eksperymentalnych związanych z terapią lekową, penetracją leków, odpornością na promieniowanie itp.

Co więcej, MCTS zostały również wykorzystane do badania kilku procesów biologicznych:

i. Regulacja proliferacji i różnicowania komórek.

Główną zaletą trójwymiarowych hodowli komórkowych (w postaci MCTS) jest to, że zapewniają one dobrze zdefiniowaną geometrię komórek planarnych lub sferycznych, co jest bezpośrednio związane ze strukturą i funkcją. Obecnie powszechnie przyjmuje się, że MCTS zachowują się jak początkowe beznaczyniowe stadia guzów litych in vivo. Jednak poza rozmiarem krytycznym (≥ 500 mm), większość MCTS rozwija martwicę (śmierć komórek) w centrum otoczonym żywymi komórkami. Schematyczne przedstawienie MCTS w porównaniu z guzem przedstawiono na ryc. 40.3.

Technika produkcji MCTS:

Zawiesinę pojedynczych komórek otrzymaną z trypsynizowanych komórek jednowarstwowych lub zdezagregowanego guza inokuluje się pożywkę w butelkach z mieszadłem magnetycznym lub probówkach obrotowych. Ponieważ inkubacja trwa około 3-5 dni, tworzą się agregaty komórek reprezentujących sferoidy. Zaobserwowano, że formowanie sferoidalne jest bardziej efektywne w warunkach statycznych na powierzchniach nieruchomych i nieprzylepnych. Z tego powodu do inicjowania tworzenia sferoid często stosuje się szalki hodowlane pokryte agarem/agarozą, do których komórki nie przylegają.

Po uformowaniu sferoidów przenosi się je do 24-studzienkowych płytek do analizy. Wzrost sferoidalny określa się ilościowo, regularnie mierząc ich średnice. Można to zrobić za pomocą mikrometru okularowego mikroskopu lub skanera do analizy obrazu. Dobry wzrost sferoidów obserwuje się przy hodowli w studzienkach.

Transfektanty mozaikowe sferoidy:

Obecnie możliwe jest wytwarzanie sferoidów z komórek transfekowanych różnymi genami. Sferoidy mozaikowe powstają przez zmieszanie sferoid transfekowanych i nietransfekowanych w pożądanej proporcji.

MCTS można również wytwarzać z komórek heterogenicznych, tworząc wspólne hodowle MCTS. Jest to porównywalne z heterologicznymi sferoidami (w skrócie heterosferoidami) składającymi się z komórek nowotworowych w połączeniu z komórkami gospodarza.

Niektóre z kokultur MCTS są wymienione:

iii. MCTS i komórki śródbłonka.

Heterosferoidy z heterotypową interakcją komórkową służą jako dobre modele do badania kilku procesów in vivo, np. zapalenie. Kokultury MCTS są bardzo przydatne w modelowaniu tkanek i inżynierii tkankowej, o czym szczegóły podano później.

Zastosowania sferoidów lub MCTS:

Sferoidy mają szerokie zastosowanie. Wymieniono niektóre z najważniejszych:

i. Służyć jako modele wzrostu guza naczyniowego.

ii. Do badania ekspresji genów w trójwymiarowej konfiguracji komórek.

iii. Aby określić działanie leków cytotoksycznych, przeciwciał, radionukleotydów stosowanych w celach terapeutycznych.

iv. Aby zbadać pewne procesy chorobowe, m.in. reumatoidalne zapalenie stawów.

v. W celu opracowania terapii genowych dla kilku chorób m.in. nowotwór.

vi. Ocena wpływu promieniowania na tkanki docelowe.

vii. Do opracowywania tkanek i modeli tkankowych.

3. Kultury organotypowe:

Kultura organotypowa zasadniczo polega na łączeniu komórek z różnych linii w określonym stosunku w celu stworzenia składnika narządu. Dzięki postępom w technikach hodowli organotypowych możliwe jest obecnie opracowywanie niektórych tkanek lub modeli tkanek.

i. Ekwiwalenty skóry zostały stworzone poprzez wspólną hodowlę skóry właściwej z naskórkiem z przepytywaniem warstw kolagenu.


Abstrakcyjny

Regulacja transkrypcyjna i przetwarzanie potranskrypcyjne leżą u podstaw wielu fenotypów komórkowych i organizmów. Wykorzystaliśmy dane o sekwencji RNA wygenerowane w ramach projektu Genotype-Tissue Expression (GTEx) do zbadania wzorców zmienności transkryptomu u poszczególnych osób i tkanek. Tkanki wykazują charakterystyczne sygnatury transkrypcyjne, które wykazują stabilność w próbkach pośmiertnych. Sygnatury te są zdominowane przez stosunkowo niewielką liczbę genów — co jest najwyraźniej widoczne we krwi — chociaż niewiele z nich dotyczy tylko konkretnej tkanki i różni się bardziej w zależności od tkanek niż u poszczególnych osób. Geny wykazujące dużą międzyosobniczą zmienność ekspresji obejmują kandydatów na choroby związane z płcią, pochodzeniem etnicznym i wiekiem. Transkrypcja pierwotna jest głównym motorem specyficzności komórkowej, przy czym splicing odgrywa głównie rolę uzupełniającą, z wyjątkiem mózgu, który wykazuje bardziej rozbieżny program splicingu. Zmienność w splicingu, pomimo swojej stochastyczności, może z kolei odgrywać stosunkowo większą rolę w definiowaniu poszczególnych fenotypów.

Ekspresja genów jest kluczowym wyznacznikiem fenotypu komórkowego, a analiza ekspresji całego genomu stanowi podstawę badań genomicznych i biomedycznych, zapewniając wgląd w zdarzenia molekularne leżące u podstaw ludzkiej biologii i chorób. Natomiast zestawy danych dotyczących ekspresji z tkanek/komórek pierwotnych (1, 2) i osoby (3) nagromadziły się w ostatnich latach, tylko ograniczone zbiory danych dotyczących ekspresji umożliwiły jednoczesną analizę w obrębie tkanek i osób (4). Projekt ekspresji genotypowo-tkankowej (GTEx) opracowuje taki zasób (5, 6), zbieranie wielu „niechorowanych” tkanek pobranych od niedawno zmarłych ludzkich dawców. Przeanalizowaliśmy zamrożenie danych pilotażowych GTEx (6), który obejmował sekwencjonowanie RNA (sekwencja RNA) z 1641 próbek od 175 osób reprezentujących 43 miejsca: 29 tkanek narządów litych, 11 podregionów mózgu, krew pełna i dwie linie komórkowe: limfocyty transformowane wirusem Epsteina-Barra (LCL) i hodowane fibroblasty ze skóry [tabela S1 i (7)].

Identyfikacja i charakterystyka wariantów genetycznych związanych z ekspresją genów są szeroko omawiane w (6). Tutaj wykorzystujemy dane GTEx, aby zbadać wzorce zmienności transkryptomu u osobników i tkanek oraz jak te wzorce wiążą się z ludzkimi fenotypami. Sekwencja RNA przeprowadzona na próbkach pilotażowych GTEx dała średnio 80 milionów odwzorowanych odczytów sparowanych końców na próbkę (rys. S1) (7, 8). Użyliśmy zmapowanych odczytów do ilościowego określenia ekspresji genów za pomocą adnotacji Gencode V12 (9), który obejmuje 20 110 genów kodujących białka (PCG) i 11 790 długich niekodujących RNA (lncRNA). Porównanie z kwantyfikacją opartą na mikromacierzach dla podzbioru 736 próbek wykazało zgodność między dwiema technologiami (średni współczynnik korelacji = 0,83, rys. S2). Przy progu określonym dla analizy loci cech ilościowych ekspresji (eQTL) [odczyty na kilobazę na milion odwzorowanych odczytów (RPKM) > 0,1, patrz (7)], przy czym 88% PCG i 71% lncRNA wykrywa się w co najmniej jednej próbce, rozkład ekspresji genów w tkankach ma kształt litery U i jest komplementarny między PCG (na ogół wszechobecnie eksprymowane) a lncRNA (zazwyczaj specyficznym tkankowo lub nie wyrażone, rys. 1A).

(A) Poziomy ekspresji genów i liczba tkanek, w których geny ulegają ekspresji (>0,1 RPKM w co najmniej 80% próbek). RPKM są uśredniane dla wszystkich genów wyrażanych w danej liczbie tkanek. (b) Podobieństwo próbek i tkanek na podstawie profili ekspresji genów. Po lewej: skalowanie wielowymiarowe Po prawej: Hierarchiczne grupowanie tkanek. (C) Wartości ekspresji z ośmiu tkanek GTEx (kolorowe kółka) wykreślono promieniście wzdłuż siedmiu metagenów wyekstrahowanych z danych dotyczących ekspresji. Próbki przedśmiertne wyselekcjonowane z klastra Gene Expression Omnibus (GEO) silnie z tkankami GTEx. (D) Złożoność transkryptomu. Na dole: Łączny rozkład średniego ułamka całkowitej transkrypcji wnoszonej przez geny po posortowaniu od najbardziej do najmniej wyrażonej w każdej tkance (x oś). Linie reprezentują średnie wartości w próbkach tej samej tkanki, a jaśniejsze powierzchnie wokół średniej reprezentują dyspersję obliczoną jako odchylenie standardowe podzielone przez skumulowaną sumę wszystkich średnich. U góry: typ biologiczny i względny udział w całkowitej transkrypcji stu najbardziej eksprymowanych genów. Wysokość słupków jest proporcjonalna do frakcji, jaką te geny przyczyniają się do całkowitej transkrypcji.

Tkanki wykazują charakterystyczną sygnaturę transkrypcyjną, co ujawniło wielowymiarowe skalowanie, ekspresji zarówno PCG, jak i lncRNA (ryc. 1B, S3 i S4), z niewielkim udziałem poszczególnych fenotypów (ryc. S5). Separacja pierwotna, jak zaobserwowano we wcześniejszych badaniach (10), znajduje się pomiędzy tkankami niestałymi (krew) a tkankami stałymi, a w obrębie tkanek litych mózg jest najbardziej wyraźny. Podregiony mózgu nie są dobrze zróżnicowane, z wyjątkiem móżdżku (ryc. S6). Wydaje się, że niedokrwienie pośmiertne ma niewielki wpływ na charakterystyczne sygnatury transkrypcyjne tkanek, jak wcześniej zauważono (11). Porównując 798 próbek GTEx z 609 „niechorowanymi” próbkami uzyskanymi od żywych (chirurgicznych) dawców (tabela S2), stwierdziliśmy, że próbki GTEx skupiały się z próbkami chirurgicznymi tego samego typu tkanki (ryc. 1C i tabela S3) (12).

Transkrypcja tkankowa jest na ogół zdominowana przez ekspresję stosunkowo niewielkiej liczby genów. Indeed, we found that for most tissues, about 50% of the transcription is accounted for by a few hundred genes (13). In many tissues, the bulk of transcription is of mitochondrial origin (Fig. 1D and table S4) (14). In kidney, for instance, a highly aerobic tissue with many mitochondria, a median of 51% (>65% in some samples) of the transcriptional output is from the mitochondria (fig. S7). Other tissues show nuclear-dominated expression in blood, for example, three hemoglobin genes contribute more than 60% to total transcription. Genes related to lipid metabolism in pancreas, actin in muscle, and thyroglobulin in thyroid are other examples of nuclear genes contributing disproportionally to tissue-specific transcription. Because RNA samples are generally sequenced to the same depth, in tissues where a few genes dominate expression, fewer RNA-seq reads are comparatively available to estimate the expression of the remaining genes, decreasing the power to estimate expression variation. These tissues—i.e., blood, muscle, and heart (Fig. 1E)—are, consequently, those with less power to detect eQTLs (6). Because most eQTL analyses are performed on easily accessible samples, such as blood, this highlights the relevance of the GTEx multitissue approach.

Although thousands of genes are differentially expressed between tissues (fig. S8) or show tissue-preferential expression (fig. S9 and table S5), fewer than 200 genes are expressed exclusively in a given tissue (figs. S10 and S11 and tables S6 and S7, A to E). The vast majority (

95%) are exclusive to testis and many are lncRNAs. This may reflect low-level basal transcription common to all cell types or result from general tissue heterogeneity, with few primary cell types being specific to a given tissue.

Expression of repetitive elements also recapitulates tissue type (table S8 and fig. S12A). We identified 3046 PCGs whose expression, in at least one tissue, was correlated with the expression of the closest repeat element (on average 2827 base pairs away, fig. S12B). In about half of these cases, the repeat was also significantly coexpressed with other repeats of its same family (table S8 and fig. S13). LncRNA expression can be regulated by specific repeat families (15), and we found evidence that testis-specific expression could be regulated by endogenous retrovirus L repeats (ERVL and ERVL-MaLR) (fig. S12C).

Using linear mixed models, we found that variation in gene expression is far greater among tissues (47% of total variance in gene expression) than among individuals (4% of total variance, Fig. 2A and table S9), and very similar for PCGs and lncRNAs when controlling for gene expression (Fig. 2A). Genes that show high expression variance across individuals and low variance across tissues include genes on the sex chromosomes, as well as autosomal genes, such as the RHD gene that determines Rh blood group.

(A) Left: Contribution of tissue and individual to gene expression variation of PCGs and lncRNAs. Bottom right: Mean ± SD over all genes (filled circles) and over genes with similar expression levels in PCGs and lncRNAs (unfilled circles). Circle size is proportional to the sum of tissue and individual variation, and segment length corresponds to 0.5 SD. Top right: genes with high individual variation and low tissue variation. (b) Sex differentially expressed genes. Top: differentially expressed genes (FDR < 0.05) sorted according to expression differences between males and females. Genes in the Y chromosome are sorted according to the expression in males. Na dole: MMP3 gene expression in males and females. (C) Genes differentially expressed with ethnicity. Top: differentially expressed genes (FDR < 0.05) between African Americans (AA) and European Americans (EA) sorted according to expression differences. A few of these genes lie in regions reported to be under positive selection in similar populations. Bottom: expression of RP11-302J23.1. (D) Genes differentially expressed with age. Top: Genes sorted according to the regression coefficient. Bottom: expression of EDAR2 gene in nerve and artery as a function of age. Shaded area around the regression line represents 95% confidence interval.

We identified 92 PCGs and 43 lncRNAs with global sex-biased expression [false discovery rate (FDR) < 0.05, Fig. 2B and table S10]. Genes overexpressed in males are predominantly located on the Y chromosome. Conversely, many genes on the X chromosome are overexpressed in females, suggesting that more genes might escape X inactivation than previously described (16). Among these, we found XIST oraz JPX, known to participate in X inactivation, as well as the lncRNAs RP11-309M23.1 and RP13-216E22.4, the expression of which shows enrichment in the nucleus in female cell lines from ENCODE (17) and hence could be candidates to also participate in X inactivation (fig. S14) (16). Among autosomal PCGs, MMP3, linked to susceptibility to coronary heart disease [Online Mendelian Inheritance in Man (OMIM) no. 614466] and more prevalent in males, shows the strongest expression bias (Fig. 2B).

We detected 221 PCGs and 153 lncRNAs globally differentially expressed between individuals of European and African-American ancestry (FDR < 0.05, Fig. 2C and table S11). There is a slight enrichment of lncRNAs (P < 1 × 10 −6 ), among which we identified the RP11-302J23.1 gene, highly expressed in cardiac tissue in African Americans only, and located in a region that harbors weak associations to heart disease (18). Additionally, some genes showing differential expression by ethnicity lie in genomic regions under positive selection in European or sub-Saharan African populations (Fig. 2C and fig. S15).

Finally, we detected 1993 genes that globally change expression with age (FDR < 0.05, Fig. 2D and table S12). Genes that decrease expression are enriched in functions and pathways related to neurodegenerative diseases such as Parkinson’s and Alzheimer’s diseases, among which eight harbor single-nucleotide polymorphisms (SNPs) for these diseases identified from genome-wide association studies (P <0,05). Among the genes that increase expression with age is EDA2R, whose ligand, EDA, has been associated with age-related phenotypes (19).

We also identified 753 genes with tissue specific sex-biased expression (FDR < 0.05, table S13) predominantly in breast tissue (92%), and 31 genes with tissue-specific ethnicity-biased expression, many in the skin (FDR < 0.05, Table 1 and table S14). Among the sex-differentially expressed genes, five show biased expression specifically in heart and are of interest given the differing prevalence of cardiovascular disease between males and females. One of these genes, PLEKHA7 (fig. S15C), contains SNPs associated with risk for cardiovascular disease.

Differentially expressed genes between males (M) and females (F) and between African American (AA) and European American (EA) in those tissues with at least 10 samples per group. Median fold change (on autosomal genes) was calculated for tissues with more than two significant genes.

Overall, tissue specificity is likely to be driven by the concerted expression of multiple genes. Thus, we performed sex-based differential analysis of coexpression networks. We identified 42 coexpression modules in males and 46 in females (fig. S16). Among male-specific modules, we found one related to spermatid differentiation and development (FDR = 9.0 × 10 −4 , fig. S16B), and among female-specific modules, we found one related to epidermis and ectoderm development (FDR = 4.6 × 10 −14 , fig. S16C). Differential network expression, therefore, distinguishes differences between male and females not well captured by analysis of individual genes.

Split-mapped RNA-seq reads predict about 87,000 novel junctions with very strong support (fig. S17). These tend to be more tissue specific, detected in fewer samples, and less conserved than previously annotated junctions (only 2.6% of novel junctions can be detected as orthologous in mouse, compared to 65% for annotated junctions). Multidimensional scaling based on exon inclusion levels again largely recapitulates tissue type (Fig. 3A). However, samples from brain cluster as the primary out-group, supporting the existence of a distinct splicing program in the brain (20). Furthermore, preferential gene expression of RNA-binding proteins and both differential and preferential exon inclusion are enriched in the brain (figs. S18 and S19 and table S15). We found very few exons exclusively included or excluded in a given tissue (fig. S20 and table S16), 40% of which show exclusive inclusion in the brain. We also found that micro-exons (<15 bp) are overwhelmingly used in the brain compared to other tissues (Wilcoxon test, P < 1 × 10 −7 , Fig. 3B). This pattern is not obvious in short exons longer than 15 bp (P = 0.3, fig. S21). This observed brain-specific splicing pattern may result from differential splicing in the cerebellum, because expression clustering of the brain regions reveals a general up-regulation of RNA-binding proteins specifically in the cerebellum (Fig. 3C). This is also the brain region exhibiting the largest proportion of novel splicing events (fig. S22).

(A) Multidimensional scaling of all samples on the basis of exon inclusion levels (Percent spliced in, PSI). (b) Microexon inclusion across tissues. Values of tissue exon inclusion close to 1 (–1) indicate that the microexon is included (excluded), in nearly all samples from the tissue, and excluded (included) in nearly all samples from the rest of the tissues. Tissues are sorted according to tissue exon inclusion (phi) median value. (C) Clustering of brain samples on the basis of the normalized expression levels of 67 RNA binding proteins involved in splicing. The order of samples and genes is obtained by biclustering the expression matrix. (D) Left: Contribution of tissue and individual to splicing variation in PCGs. Bottom right: Mean ± SD of individual and tissue contributions to splicing and to gene expression variation. Circle size is proportional to the sum of tissue and individual variation and segment length corresponds to 0.5 SD. Top right: Genes with high splicing variation across individuals. (mi) Contribution of gene expression to the between-individual and between-tissue variation in isoform abundance

In contrast to gene expression, variation of splicing, measured either from relative isoform abundance or exon inclusion, is similar across tissues and across individuals, but exhibits a much larger proportion of residual unexplained variation (Fig. 3D, fig. S23, and table S17). This could arise from nonadditive interactions between individuals and tissues, but might also reflect stochastic, nonfunctional fluctuations that are more common in splicing than in expression (21). Among the genes that show high interindividual splicing variability, we found an enrichment of ribosomal proteins and genes related to translation and protein biosynthesis (Fig. 3D and table S18). Higher variability between individuals may also partially reflect an effect of ischemic time on splicing, which we observed when clustering samples by exon inclusion within each tissue (fig. S24).

The abundance of splicing isoforms reflects the actions of both primary transcription and posttranscriptional processing—mostly alternative splicing. To determine the relative contribution of each process, we estimated the proportion of variance in isoform abundance that can be simply explained by variance in gene expression. We found that gene expression explains only 45% of the variance between individuals, but 84% of the variance between tissues (Fig. 3E and fig. S25). This strongly suggests that primary transcription is the main driver of cellular specificity, with splicing playing a complementary role. Although this may be unexpected, given the magnitude of the effect, it is consistent with recent findings of low proteomic support for alternatively spliced isoforms (22) and few shifts in major protein isoforms across cell types (table S19) (23).

Overall, our results underscore the value of monitoring the transcriptome of multiple tissues and individuals in order to understand tissue-specific transcriptional regulation and to uncover the transcriptional determinants of human phenotypic variation and disease susceptibility.


Papierowa chusteczka

tissue typing identification of tissue types for purposes of predicting acceptance or rejection of grafts and transplants . The process and purposes of tissue typing are essentially the same as for blood typing. The major difference lies in the kinds of antigens being evaluated. The acceptance of allografts depends on the hla antigens (HLA) if the donor and recipient are not HLA identical, the allograft is rejected, sometimes within minutes. The HLA genes are located in the major histocompatibility complex , a region on the short arm of chromosome 6, and are involved in cell-cell interaction, immune response , organ transplantation, development of cancer, and susceptibility to disease. There are five genetic loci, designated HLA-A, HLA-B, HLA-C, HLA-D, and HLA-DR. At each locus, there can be any of several different alleles.

Each person inherits one chromosome 6 from the mother and one from the father that is, each parent transmits to the child one allele for each kind of antigen (A, B, C, D, and DR). If the parents are different at both alleles of a locus, the statistical chance of one sibling being identical to another is one in four (25 per cent), the chance of being identical at one allele only (half-identical) is 50 per cent, and the chance of a total mismatch is 25 per cent.

Techniques for Tissue Typing . Histocompatibility testing involves several basic methods of assay for HLA differences. The most widely used method uses the polymerase chain reaction to compare the DNA of the person, organ, or graft being tested with known pieces of the genes encoding MHC antigens. The variability of these regions of the genes determines the tissue type of the subject.

Serologic methods are used to detect serologically defined antigens on the surfaces of cells. In general, HLA-A, -B, and -C determinants are primarily measured by serologic techniques. A second method, involving lymphocyte reactivity in a mixed lymphocyte culture, for determining HLA-D or lymphocyte-defined antigens, is now only rarely used.

Essentially, the serologic method is performed by incubating target lymphocytes (isolated from fresh peripheral blood) with antisera that recognize all known HLA antigens. The cells are spread in a tray with microscopic wells containing various kinds of antisera and are incubated for 30 minutes, followed by an additional 60-minute complement incubation. If the lymphocytes have on their surfaces antigens recognized by the antibodies in the antiserum, the lymphocytes are lysed. A dye is added to show changes in the permeability of the cell membrane and cellular death. The proportion of cells destroyed by lysis indicates the degree of histologic incompatibility. If, for example, the lymphocytes from a person being tested for HLA-A3 are destroyed in a well containing antisera for HLA-A3, the test is positive for this antigen group.


Data availability

High-resolution images corresponding to immunohistochemically stained TMA cores (using both antibodies) from 44 different tissue types, as well as the lung cohort of 360 individuals and whole slide images of bronchus, nasal mucosa and eye tissue are available in the BioStudies repository (https://www.ebi.ac.uk/biostudies) under the accession S-BSST421. The normalized consensus transcript expression levels based on transcriptomics data from HPA, GTEx, and FANTOM5 are readily available under the download page in the latest version 19.3 of the Human Protein Atlas (https://v19.proteinatlas.org).


A swifter way towards 3D-printed organs

(CAMBRIDGE, Mass.) — 20 people die every day waiting for an organ transplant in the United States, and while more than 30,000 transplants are now performed annually, there are over 113,000 patients currently on organ waitlists. Artificially grown human organs are seen by many as the “holy grail” for resolving this organ shortage, and advances in 3D printing have led to a boom in using that technique to build living tissue constructs in the shape of human organs. However, all 3D-printed human tissues to date lack the cellular density and organ-level functions required for them to be used in organ repair and replacement.

Living embryoid bodies surround a hollow vascular channel printed using the SWIFT method. Credit: Wyss Institute at Harvard University

Now, a new technique called SWIFT (sacrificial writing into functional tissue) created by researchers from Harvard’s Wyss Institute for Biologically Inspired Engineering and John A. Paulson School of Engineering and Applied Sciences (SEAS), overcomes that major hurdle by 3D printing vascular channels into living matrices composed of stem-cell-derived organ building blocks (OBBs), yielding viable, organ-specific tissues with high cell density and function. The research is reported in Postępy w nauce.

“This is an entirely new paradigm for tissue fabrication,” said co-first author Mark Skylar-Scott, Ph.D., a Research Associate at the Wyss Institute. “Rather than trying to 3D-print an entire organ’s worth of cells, SWIFT focuses on only printing the vessels necessary to support a living tissue construct that contains large quantities of OBBs, which may ultimately be used therapeutically to repair and replace human organs with lab-grown versions containing patients’ own cells.”

SWIFT involves a two-step process that begins with forming hundreds of thousands of stem-cell-derived aggregates into a dense, living matrix of OBBs that contains about 200 million cells per milliliter. Next, a vascular network through which oxygen and other nutrients can be delivered to the cells is embedded within the matrix by writing and removing a sacrificial ink. “Forming a dense matrix from these OBBs kills two birds with one stone: not only does it achieve a high cellular density akin to that of human organs, but the matrix’s viscosity also enables printing of a pervasive network of perfusable channels within it to mimic the blood vessels that support human organs,” said co-first author Sébastien Uzel, Ph.D., a Research Associate at the Wyss Institute and SEAS.

The cellular aggregates used in the SWIFT method are derived from adult induced pluripotent stem cells, which are mixed with a tailored extracellular matrix (ECM) solution to make a living matrix that is compacted przez centrifugation. At cold temperatures (0-4 °C), the dense matrix has the consistency of mayonnaise – soft enough to manipulate without damaging the cells, but thick enough to hold its shape – making it the perfect medium for sacrificial 3D printing. In this technique, a thin nozzle moves through this matrix depositing a strand of gelatin “ink” that pushes cells out of the way without damaging them.

A branching network of channels of red, gelatin-based “ink” is 3D printed into a living cardiac tissue construct composed of millions of cells (yellow) using a thin nozzle to mimic organ vasculature. Credit: Wyss Institute at Harvard University

When the cold matrix is heated to 37 °C, it stiffens to become more solid (like an omelet being cooked) while the gelatin ink melts and can be washed out, leaving behind a network of channels embedded within the tissue construct that can be perfused with oxygenated media to nourish the cells. The researchers were able to vary the diameter of the channels from 400 micrometers to 1 millimeter, and seamlessly connected them to form branching vascular networks within the tissues.

Organ-specific tissues that were printed with embedded vascular channels using SWIFT and perfused in this manner remained viable, while tissues grown without these channels experienced cell death in their cores within 12 hours. To see whether the tissues displayed organ-specific functions, the team printed, evacuated, and perfused a branching channel architecture into a matrix consisting of heart-derived cells and flowed media through the channels for over a week. During that time, the cardiac OBBs fused together to form a more solid cardiac tissue whose contractions became more synchronous and over 20 times stronger, mimicking key features of a human heart.

“Our SWIFT biomanufacturing method is highly effective at creating organ-specific tissues at scale from OBBs ranging from aggregates of primary cells to stem-cell-derived organoids,” said corresponding author Jennifer Lewis, Sc.D., who is a Core Faculty Member at the Wyss Institute as well as the Hansjörg Wyss Professor of Biologically Inspired Engineering at SEAS. “By integrating recent advances from stem-cell researchers with the bioprinting methods developed by my lab, we believe SWIFT will greatly advance the field of organ engineering around the world.”

Tissues created without SWIFT-printed channels display cell death (red) in their cores after 12 hours of culture (left), while tissues with channels (right) have healthy cells. Credit: Wyss Institute at Harvard University


Human Tissue Engineering Company Prellis Biologics Raises $8.7 Million Series A Round Announces First Animal Transplant of Its 3D-Printed Tissue

STRUCTURE TRANSPLANT: Prellis structure transplanted alone is surrounded by single cell walled capillaries within two weeks of transplantation into immunocompetent mouse (left). Human tumor cells transplanted in Prellis structures grow rapidly, are highly vascularized and demonstrate minimal hypoxia (right) (red = CD31, blue = DAPI, green = printed structure) [Press Release Image: Prellis Biologics]

STRUCTURE TRANSPLANT: Prellis structure transplanted alone is surrounded by single cell walled capillaries within two weeks of transplantation into immunocompetent mouse (left). Human tumor cells transplanted in Prellis structures grow rapidly, are highly vascularized and demonstrate minimal hypoxia (right) (red = CD31, blue = DAPI, green = printed structure) [Press Release Image: Prellis Biologics]

ARTERIAL STRUCTURE: Prellis arterial structure in a computer aided design model (left), and printed and grown with vascular endothelial cells (right). (blue = Prellis structure, red = vascular cells labeled with vWF). [Press Release Image: Prellis Biologics]

FLOW CHANNELS: Prellis printed structure that supports flow through independent channels with a 20 micron interface, allowing for study of gas and nutrient exchange as well as cell-cell cross-talk in a system that mimics human physiology. [Press Release Image: Prellis Biologics]

SAN FRANCISCO--( BUSINESS WIRE )--Prellis Biologics today announced that Khosla Ventures has led an $8.7 Series A investment in the company. The announcement comes as Prellis has reached major tissue engineering milestones in its mission to use 3D holographic printing to create 3D tissue and organs for research and transplantation.

Prellis Biologics’ original seed round investors, including True Ventures and Indie Bio (SOSV), joined Khosla in the round. Invested capital in Prellis now totals $10.5 million.

“Regenerative medicine has made enormous leaps in recent decades. However, to create complete organs, we need to build higher order structures like the vascular system,” said Dr. Alex Morgan, Principal at Khosla Ventures. “Prellis’ optical technology provides the scaffolding necessary to engineer these larger masses of tissues. With our investment in Prellis, we’re supporting an initiative that will ultimately produce a functioning lobe of the lung, or even a kidney, to be used in addressing an enormous unmet global need.”

“The holy grail of human tissue engineering is the ability to build complex tissues with working vascular systems,” said Dr. Melanie Matheu, Prellis Biologics’ co-founder and CEO. “The future of regenerative medicine revolves around harnessing the power of our own cells as therapeutics and building the tissues to keep them alive. Khosla Ventures is the perfect investor to support our merging of deep tech and cutting-edge regenerative medicine. With this technology in hand, we can begin to ask questions about real 3D cell biology that have never been asked before.”

Prellis Reports Progress in Tissue Engineering

The new funding coincides with Prellis’ recent advancements in tissue engineering.

First, Prellis Biologics has demonstrated positive results from the first animal transplantation of its 3D tissue scaffolds – called Vascular Tissue Blanks™ – carried out at Stanford University.

Prellis’ transplanted structures support human tumor growth at rates that are similar or better than typical tumor transplant methods, but with fewer cells. “We were excited to see that we could achieve full tumor engraftment and vascularization by transplanting just 200,000 cells. This is an order of magnitude fewer cells, since typical tumor studies in animals require two million or more cells,” said Dr. Matheu. “A breakthrough like this opens the door to studying rare human tumors and complex human tumor immune system reactions. It has the potential to significantly reduce overall animal use and speed up drug discovery efforts.”

A critical finding in the animal studies was confirmation that the laser-printed structures support rapid and extensive vascularization. Within two weeks, Prellis-built scaffolds were populated by 10-micron capillaries that grew spontaneously, even without the presence of pre-seeded cells. Within eight weeks, large, branched vasculature up to 50 microns was identified deep inside of the transplanted structures, indicating the animal’s vasculature system had adopted the scaffolding and incorporated it into its own circulatory system.

“Spontaneous, structurally guided vascularization of our laser-printed structures is a significant milestone on the way to transplanting complex tissues. We’ve demonstrated that we can establish circulation in our transplanted structures,” said Dr. Matheu. “Our team will be compiling the results of these studies for peer review publication later this year.”

Second, Prellis is the first company to deliver biocompatible vascularized tissue blanks to the pharmaceutical and academic markets for advanced 3D tissue culture. Prellis’ Vascular Tissue Blanks are now being used by scientists for research in oncology, tissue development research, neurobiology studies, and drug testing. Over 30 pharmaceutical and academic research labs, including groups at UC San Francisco, Johns Hopkins, UC Irvine, and Memorial Sloan Kettering, are experimenting with the Vascular Tissue Blanks, which allow therapeutics to be tested in consistent and fast-to-set-up models of 3D human tissues for the first time.

“We had been using grow-your-own spheroid techniques, which required intricate setups and were inconsistent in size and morphology, complicating downstream analysis,” said Maria Soloveychik, PhD, CEO of SyntheX. “What changes with Prellis? You just use it. The setup is quick and consistent, and the handling is straightforward.”

Prellis’ Vascular Tissue Blanks reduce time to drug screening in 3D organoids by an estimated 90% relative to other 3D cell culture technologies. The organoids are fully transplantable just a few hours after the cells are added. With the pre-made tissue scaffolds, 3D organoid drug screening results can be achieved in as little as 48 hours. Prellis Biologics is the only company capable of producing high-resolution (< 1 micron) 3D printed structures out of biocompatible hydrogels.

“The tissue blanks are designed to promote oxygenation of high-density cell cultures grown in 3D. We use them in our own laboratory to study organ development. It’s exciting to provide them as a ready-made solution for the 3D cell culture drug screening process. We haven’t found a human cell type that won’t grow on our 3D scaffolds,” said Dr. Matheu.

Third, Prellis has made significant progress in achieving in vitro microfluidic flow through complex vascular channels, with separation as fine as 10–20 microns – a critical precursor to creating complex viable vascularized tissue in the laboratory. Prellis’ R&D team is currently testing 10-20 micron biomaterial interface for cell-cell interactions and nutrient exchange – the first steps in ensuring a functional filtration and gas exchange system, critical building blocks for organ systems such as the lung and kidney.

Ultimately, Prellis Biologics has its sights set firmly on human organ transplantation and expects to initiate its first large animal studies before the end of the year. The first transplanted large tissues Prellis will test are engineered arterial replacements, 3-4 mm in diameter. “Arterial replacements are a natural stepping-stone to production of larger solid organs,” said Dr. Matheu. “The ones we have designed are far more sophisticated than the standard vascular replacements. They are surrounded by fine capillary beds that are known to contribute to the structural integrity and engraftment of arteries after the surgical procedure.”

More information on Prellis Biologics can be found here.

About Prellis Biologics, Inc.

Prellis Biologics, Inc. developed the first holographic printing system able to match and accurately replicate human organ and tissue structures for R&D and organ transplantation. The combined resolution and speed of Prellis Biologics’ printing technology allows for full human organ systems to be created with cell-compatible biomatrices. We are dedicated to solving the global human organ transplant shortage. Prellis Biologics, Inc. was founded in 2016 and is a privately held company based in San Francisco, CA.


Rysunek 1. Purity and Recovery of Cells from Whole Blood When Using Cost-Effective Lymphoprep™ is Comparable to Using Ficoll-Paque™ PLUS

(A) Density gradient centrifugation of peripheral whole blood using Lymphoprep™ results in similar cell purity of mononuclear cells including T cells, B cells, NK cells and monocytes compared to Ficoll-Paque™ PLUS. (B) The recovery of total mononuclear cells and CD45+ cells is also similar. (n = 5, Mean ± SD).

Rysunek 2. Purity and Recovery of Cells from Cord Blood When Using Cost-Effective Lymphoprep™ is Comparable to Using Ficoll-Paque™ PLUS

(A) Density Gradient centrifugation of cord blood using Lymphoprep™ results in similar cell purity of mononuclear cells including T cells, B cells, NK cells and monocytes compared to Ficoll-Paque™ PLUS. (B) The recovery of total mononuclear cells and CD45+ cells is also similar. (n = 4, Mean ± SD).


Obejrzyj wideo: Napój likopenowy z pomidorów - co stanie się z Twoim zdrowiem jeśli wypijesz ten napój? (Czerwiec 2022).


Uwagi:

  1. Ealdwode

    Myślę, że nie masz racji.

  2. Ban

    Co ciekawe, przydatna wiadomość

  3. Tasi

    Został specjalnie zarejestrowany na forum, aby powiedzieć ci dzięki za pomoc w tym pytaniu, jak mogę ci podziękować?

  4. Huon

    Dołączyłem opowiedziane powyżej. Możemy komunikować się na ten temat.

  5. Dulabar

    Dzięki za wsparcie, jak mogę ci podziękować?

  6. Cordero

    Jakie są poprawne słowa ... super, świetne zdanie

  7. Brecken

    What word is mean?



Napisać wiadomość